Nanoparticules de chitosane oligosaccharide fonctionnalisées à la biotine et sensibles au redox, enrobées de phycocyanine, pour une administration ciblée de curcumine
Résumé
Dans cette étude, des nanoparticules chargées en curcumine (CUR) et fonctionnalisées à la phycocyanine (PC), basées sur un conjugué biotine-chitosane oligosaccharide-acide dithiodipropionique-curcumine (BCSC), ont été conçues pour améliorer la biocompatibilité de la curcumine. La structure du BCSC a été confirmée par RMN 1H. Les nanoparticules CUR-BCSC@PC, d'un diamètre hydrodynamique moyen de 160,3 ± 9,0 nm, bénéficient d'une couronne protéique biomimétique leur conférant une excellente stabilité et la capacité d'éviter l'adsorption des protéines dans la circulation sanguine. Les essais de libération in vitro ont démontré que ces nanoparticules, dotées d'une enveloppe sensible au redox, sont réactives aux fortes concentrations de glutathion. Par ailleurs, les CUR-BCSC@PC augmentent efficacement l'activité inhibitrice sur la prolifération des cellules A549 en améliorant l'absorption cellulaire de la curcumine. Ces résultats indiquent que les CUR-BCSC@PC présentent un grand potentiel d'application en thérapie anticancéreuse en tant que vecteurs d'administration de médicaments efficaces.
Contexte
L'oligosaccharide de chitosane (COS), composé de D-glucosamines liées en β-(1-4), est un produit de dépolymérisation obtenu principalement par déacétylation et hydrolyse enzymatique du chitosane ou de la chitine, issus d'exosquelettes d'arthropodes ou de parois cellulaires de champignons [1, 2]. Il est notable que le chitosane et ses dérivés modifiés peuvent éliminer les métaux lourds et les colorants, agissant comme adsorbants [3]. De nombreuses études ont montré que le COS possède plusieurs propriétés biologiques : anticancéreuse, anti-inflammatoire, antioxydante et immunostimulatrice [4]. Le COS est considéré comme un matériau vecteur de médicaments non toxique, grâce à sa biocompatibilité, sa forte solubilité dans l'eau et sa modifiabilité chimique [5, 6].
Pour améliorer la solubilité des médicaments anticancéreux hydrophobes et réduire leur toxicité sur les tissus sains, les chercheurs étudient des copolymères capables de s'auto-assembler en micelles de taille contrôlée [7, 8]. Ces assemblages copolymériques peuvent atteindre et pénétrer le site tumoral de manière passive ou active. Les micelles se composent de deux parties fonctionnelles : le cœur hydrophobe qui encapsule le médicament, et la couronne externe qui contrôle les propriétés pharmacocinétiques in vivo [8]. Wang et al. [9] ont greffé de l'acide désoxycholique sur des chaînes de COS pour former des copolymères amphiphiles à blocs, s'auto-assemblant en micelles dans des solvants inorganiques peu coûteux. Le cœur hydrophobe de ces micelles contenait de la quercétine, améliorant considérablement sa solubilité aqueuse et sa biodisponibilité.
La curcumine (CUR) est l'un des principaux constituants chimiques du curcuma [10]. Ces dernières années, de nombreux chercheurs ont étudié ses propriétés anticancéreuses, confirmant son influence sur la croissance tumorale via diverses voies de signalisation et son renforcement du système immunitaire [11]. La curcumine est également un photosensibilisateur aux bonnes propriétés photodynamiques [12], ce qui en fait un médicament prometteur contre le cancer. Cependant, sa faible solubilité, stabilité et biodisponibilité limitent son application clinique [13]. Pour pallier ces inconvénients, de nombreux systèmes d'administration de médicaments ont été développés. Par exemple, Chen et al. [14] ont conçu un vecteur doublement sensible au pH, améliorant la solubilité aqueuse de la curcumine et son efficacité thérapeutique.
La phycocyanine (PC), extraite principalement des cyanobactéries, est une protéine pigmentaire hydrosoluble et captrice de lumière, intervenant dans la capture et le transfert d'énergie lumineuse en énergie chimique lors de la photosynthèse [15]. La PC exerce de multiples propriétés biologiques : anticancéreuse [16], anti-inflammatoire et antioxydante, suscitant un vif intérêt dans les domaines alimentaire et médical [15, 17]. Hao et al. [16] ont découvert que la PC inhibe la croissance de cellules de cancer du poumon non à petites cellules en régulant à la baisse la protéine adaptatrice TIRAP. De plus, la PC est utilisée en thérapie photodynamique (PDT) comme agent sans effets secondaires [18,19,20]. Son utilisation comme sonde fluorescente nécessite une conjugaison avec des éléments de reconnaissance spécifiques : biotine, anticorps, streptavidine [21, 22]. La biotine, vitamine hydrosoluble et micronutriment essentiel, possède des propriétés de ciblage tumoral [23]. Les récepteurs spécifiques de la biotine (avidine, nétridine, streptavidine) sont surexprimés à la surface de nombreuses cellules cancéreuses par rapport aux cellules normales [24, 25]. Ainsi, les nanoparticules biotinylées sont largement étudiées pour l'administration de médicaments par endocytose médiée par récepteurs [24].
Dans cette étude, un nouveau type de nanovecteur fonctionnalisé à la PC a été construit ; la préparation des CUR-BCSC@PC est présentée à la Fig. 1. La liaison disulfure entre le COS et la CUR confère au matériau amphiphile sa sensibilité réductive [26]. La curcumine est localisée dans le cœur hydrophobe interne, protégé par l'enveloppe COS/PC. L'interaction entre biotine et PC, ainsi que l'interaction électrostatique entre le COS chargé positivement et la PC chargée négativement, ont permis de greffer la PC à la surface des CUR-BCSC. On s'attend à ce que les CUR-BCSC@PC atteignent les tissus tumoraux grâce à une perméabilité améliorée, l'effet de perméabilité et de rétention accrue (EPR) et l'effet de ciblage du récepteur à la biotine [27]. Dans le microenvironnement tumoral, riche en glutathion, les CUR-BCSC@PC se disloquent par échanges thiol-disulfure, libérant une forte concentration de médicament dans les cellules tumorales [23, 28, 29]. Le système nano-vecteur CUR-BCSC@PC décrit ici améliore non seulement la biodisponibilité de la curcumine, mais possède aussi un potentiel pour le traitement clinique des tumeurs.
Figure 1. Conception et illustration schématique des CUR-BCSC@PC
Matériaux et méthodes
Matériaux
La curcumine (CUR) a été achetée auprès de Zhanyun Chemical Co., Ltd. (Shanghai, Chine). Le COS provenait de Shandong Weikang Biomedical Science and Technology Co., Ltd. La PC a été obtenue de Zhejiang Binmei Biotechnology Co., Ltd. L'acide 3,3-dithiodipropionique provenait d'Adamas Reagent Co., Ltd. (Shanghai, Chine). Le chlorhydrate de carbodiimide carboné (EDCI), le diméthylaminopyridine (DMAP), le tétrahydrofurane (THF), le chlorure d'oxalyle et la biotine ont été fournis par Aladdin Chemistry Co., Ltd. Le L-glutathion (GSH) et le Hoechst 33342 provenaient de Sigma-Aldrich (Shanghai, Chine). Les poches de dialyse (PMCO 300 Da) ont été obtenues de Beijing Biotopped Technology Co., Ltd. La formamide a été préparée par Tianjin Fuyu Fine Chemical Co., Ltd. L'eau déionisée a été produite au laboratoire.
Une lignée cellulaire A549 (carcinome pulmonaire humain) (Bena Culture Collection, Pékin, Chine) a été choisie pour évaluer la cytotoxicité du nouveau nanovecteur. Les cellules A549 étaient cultivées en milieu DMEM (Saiersi Biotechnology Co., Ltd., Shandong, Yantai, Chine). Le sérum fœtal bovin (FBS) provenait de Hyclone (Logan, UT, USA). La pénicilline et la streptomycine étaient de Sigma-Aldrich (Shanghai, Chine). Le 3-(4,5-diméthyl-2-thiazolyl)-2,5-diphényl-2-H-tétrazolium bromure (MTT) provenait également de Sigma-Aldrich (Shanghai, Chine).
Synthèse des CUR-BCSC@PC
Les voies de synthèse des CUR-BCSC@PC sont présentées à la Fig. 2. Les procédures expérimentales détaillées sont décrites ci-dessous.
Figure 2. Voie de synthèse du COS-S-S-CUR, du BCSC et de la biotine-COS
Synthèse du COS-S-S-CUR
Le COS fonctionnalisé à l'acide 3,3-dithiodipropionique a été synthétisé par estérification catalysée par le chlorure d'acyle via une réaction en deux étapes.
Étape 1 : L'acide 3,3-dithiodipropionique (42,05 mg, 0,25 mmol) et le THF sec (4 mL) ont été introduits dans un ballon à fond rond brun muni d'un agitateur pour dissoudre l'acide. Le chlorure d'oxalyle (0,3 mmol) dilué dans le THF a été ajouté au ballon placé dans un bain de glace. La réaction a été maintenue à 35 °C. Après 3 h d'agitation, le chlorure d'oxalyle non réagi a été éliminé par évaporation rotative. Le produit 1 a été obtenu. La curcumine a été dissoute dans 3 mL de THF contenant 34 µL de triéthylamine, puis ajoutée goutte à goutte dans le ballon contenant le produit 1 sous bain de glace, sous agitation pendant 15 min. Le mélange a ensuite été agité à 50 °C sous atmosphère d'azote pendant 6 h. Le produit obtenu a été soumis à distillation rotative pour éliminer la triéthylamine et le THF, puis purifié par chromatographie sur colonne pour obtenir le produit pur HOOC-S-S-CUR.
Étape 2 : Le produit pur HOOC-S-S-CUR a été activé avec EDCI (1,2 éq) et DMAP (1,2 éq) dans la formamide pendant 2 h. Ensuite, le COS dissous dans 4 mL de formamide a été ajouté et agité à 55 °C pendant 12 h. Après réaction complète, la solution a été dialysée (PMCO 300 Da) et lyophilisée pendant 12 h.
Synthèse du BCSC et de la biotine-COS
En bref, la biotine, l'EDCI et le DMAP ont été dissous dans 3 mL de formamide et transférés dans un ballon à fond rond brun. Après 2 h d'agitation à 30 °C, le COS-S-S-CUR dissous dans 3 mL de formamide a été ajouté goutte à goutte. La réaction a été maintenue à 45 °C pendant 2 jours. Les produits finaux ont été dialysés (PMCO 300 Da) dans l'eau déionisée, puis centrifugés et lyophilisés pour obtenir le BCSC sensible au redox. La synthèse de la biotine-COS a suivi la même méthode pour lier la biotine aux chaînes de COS.
Les spectres RMN 1H du COS-S-S-CUR, du BCSC et de la biotine-COS ont été mesurés en utilisant un mélange de DMSO-D6 et D2O comme solvant.
Préparation des micelles CUR-BCSC chargées en curcumine (CUR-BCSC)
Les CUR-BCSC ont été préparées par auto-assemblage. Dix milligrammes de BCSC ont été dissous dans 4 mL de formamide, puis mélangés à 1 mL de solution de CUR (1 mg/mL) dans la formamide. Le mélange a été dialysé (PMCO 300 Da) dans l'eau déionisée pendant 24 h, en changeant l'eau toutes les 2 h. Les CUR-BCSC ont été filtrées sur membranes Millipore de 800 nm, 450 nm et 220 nm.
Préparation des CUR-BCSC@PC
Les CUR-BCSC préparées ont été mélangées à une solution aqueuse de PC (1,0 mg/mL) et incubées 30 min à 4 °C. La PC a ensuite été éliminée par filtration centrifugeuse (100 kDa) et rinçée trois fois à l'eau. Le produit final (CUR-BCSC@PC) a été stocké à 4 °C à l'abri de la lumière pour les études ultérieures.
Caractérisations
La diffusion laser dynamique (DLS) a été réalisée sur un analyseur de particules Delsa Nano C (Beckman Coulter Inc.) pour observer la taille des particules, le potentiel zêta et l'indice de polydispersité (IP). La morphologie des CUR-BCSC et CUR-BCSC@PC a été confirmée par microscopie électronique à transmission (MET, H-600 ; Hitachi, Tokyo, Japon).
Efficacité d'encapsulation (EE) et capacité de chargement (DL)
La HPLC (Agilent 1260GB12C) a été utilisée pour déterminer l'EE et le DL des nanoparticules. D'abord, 2 mL de CUR-BCSC ou CUR-BCSC@PC ont été mélangés à 3 mL d'acétonitrile et déémulsionnés par ultrasons, puis l'acétonitrile a été porté à 10 mL. Avant la mesure, la température de la colonne Phenomenex C18 (250 mm × 4,6 mm, 5 µm) a été réglée à 25 °C, le débit de la phase mobile à 1,0 mL·min−1. Le rapport acide acétique glacial 0,5 % / acétonitrile était de 40:60 (v/v). La détection s'effectuait à 425 nm avec injection de 20 µL d'échantillon [30]. Les formules suivantes ont été utilisées pour calculer l'EE et le DL :
EE % = (Masse de CUR dans les nanoparticules / Masse de CUR introduite) × 100 %
DL % = (Masse de CUR dans les nanoparticules / Masse des nanoparticules) × 100 %
Test de stabilité in vitro
Du tampon phosphate (PBS) contenant du GSH (0, 20 µM, 10 mM) a été préparé et mis en contact avec les CUR-BCSC@PC pendant 4 h pour observer les variations de taille particulaire sous différentes concentrations de glutathion à 37 °C. De plus, le diamètre hydrodynamique des CUR-BCSC@PC a été étudié dans le PBS à 37 °C à différents temps (4, 8, 12 et 24 h) sur l'analyseur Delsa Nano C.
Libération in vitro de la CUR depuis les CUR-BCSC@PC
Le comportement de libération in vitro a été étudié par dialyse. Des solutions PBS contenant du glutathion (GSH : 20 µmol/L, 1 mmol/L, 5 mmol/L, 10 mmol/L) ont été préparées avec 0,5 % de Tween 80. 45 mL de tampon PBS à différentes concentrations de GSH ont été placés dans des tubes de 50 mL ; un sac de dialyse contenant 1 mL de CUR-BCSC@PC a été immergé dans chaque tube, agité à 37 °C. À différents instants (0,2, 1, 4, 8, 12, 24, 48, 72 h), 2 mL de milieu de libération ont été prélevés et remplacés par du milieu frais du même type. La HPLC a servi à doser la CUR dans les prélèvements.
Culture cellulaire
Les cellules A549 de carcinome pulmonaire humain étaient cultivées en DMEM contenant 10 % FBS et 1 % pénicilline-streptomycine, à 37 °C sous 5 % CO2 [31, 32].
Inhibition in vitro de la prolifération cellulaire
La cytotoxicité in vitro de la CUR libre, des micelles BCSC, des CUR-BCSC et des CUR-BCSC@PC sur la lignée A549 a été évaluée par test MTT standard [33]. Les cellules A549 ont été semées en plaques de 96 puits (5000 cellules/puits) pendant 24 h pour adhésion. Le milieu a été remplacé par 100 µL de milieu frais contenant CUR libre, BCSC, CUR-BCSC ou CUR-BCSC@PC (0,1, 1, 5, 10, 15, 20 µg/mL en équivalent CUR) pendant 24 h. Les puits sans traitement servaient de témoins. Le test MTT a été effectué en retirant le milieu et en ajoutant 20 µL de solution MTT (5 mg/mL). Après 4 h d'incubation à 37 °C sous 5 % CO2, la solution MTT a été remplacée par 150 µL de DMSO pour dissoudre le formazan violet. L'absorbance a été mesurée à 570 nm sur un lecteur de microplaques (Thermo Fisher Scientific Co., Waltham, MA).
Étude in vitro de l'absorption et de la localisation cellulaires
La capacité d'absorption cellulaire des CUR-BCSC et CUR-BCSC@PC a été étudiée au microscope à fluorescence (FM, Eclipse E400 ; Nikon Corporation, Tokyo, Japon). Les cellules A549 ont été semées en plaques de 24 puits (4 × 104 cellules/puits) et co-incubées avec CUR-BCSC et CUR-BCSC@PC (concentration CUR : 20 µg/mL) à 37 °C sous 5 % CO2 pendant 1, 2 et 4 h. Après lavage trois fois au PBS, les cellules ont été fixées au paraformaldéhyde 4 % pendant 20 min, relavées trois fois au PBS. Les noyaux ont été colorés au Hoechst 33342 pendant 15 min et observés au microscope à fluorescence inversé.
Analyse statistique
Tous les expériences ont été réalisées au moins trois fois et exprimées en moyennes ± écart-type. Les tests statistiques ont utilisé le test t de Student. P < 0,05 était considéré comme significatif, P < 0,01 comme hautement significatif.
Résultats et discussion
Caractérisation du COS, COS-S-S-CUR, biotine-COS et BCSC
Les résonances caractéristiques de la CUR et du CH2-S-S-CH2 apparaissent sur le spectre RMN 1H du COS-S-S-CUR, prouvant la conjugaison réussie de la CUR aux chaînes de COS. Comparés aux pics du COS (Fig. 3A), les signaux caractéristiques de la CUR (Fig. 3B) sont observés entre 6,7 et 7,5 ppm et à 3,75 ppm (−OCH3), tandis que la résonance du CH2-S-S-CH2 à 2,5 ppm reste inchangée. Sur la Fig. 3C (a, b), les pics de la biotine sur le spectre de la biotine-COS apparaissent à 0,99 ppm (−CH2–) et 3,39 ppm (−CH–S–). Le spectre RMN 1H du BCSC (Fig. 3D) montre les résonances de la CUR (Fig. 3D, a, e) aux positions correspondantes, le pic caractéristique du CH2-S-S-CH2 (Fig. 3D, b) à 2,5 ppm, ainsi que les signaux à 0,09 ppm et 3,39 ppm (Fig. 3D, c, d) confirmant la présence de biotine liée aux chaînes COS-S-S-CUR. Ces résonances caractéristiques (CUR, CH2-S-S-CH2, biotine) sur la Fig. 3D sont cohérentes avec celles des Fig. 3B et 3C, indiquant la synthèse réussie du matériau amphiphile BCSC.
Figure 3. Spectres RMN 1H du COS (A), COS-S-S-CUR (B), biotine-COS (C) et BCSC (D)
Caractérisation des CUR-BCSC et CUR-BCSC@PC
La morphologie des CUR-BCSC et CUR-BCSC@PC a été étudiée par MET (Fig. 4A, B). Les CUR-BCSC présentent une forme sphérique lisse (Fig. 4A, a), tandis que les CUR-BCSC@PC possèdent une forme approximativement sphérique entourée d'une couche épanouie (Fig. 4B, b), indiquant que la PC forme une couronne protéique en recouvrant la surface des CUR-BCSC. Un effet Tyndall net des CUR-BCSC@PC a été observé du fait de la présence abondante de nanoparticules (Fig. 4C). La taille particulaire, l'IP, le potentiel zêta, le DL (%) et l'EE (%) des CUR-BCSC et CUR-BCSC@PC sont illustrés au Tableau 1. Sur la Fig. 5, la taille moyenne des CUR-BCSC et CUR-BCSC@PC est respectivement de 97,8 ± 4,2 nm et 160,3 ± 9,0 nm. Les IP sont de 0,181 ± 0,014 et 0,114 ± 0,024, inférieurs à 0,2, indiquant une bonne uniformité. Les potentiels zêta sont de 21,57 ± 0,53 et 12,90 ± 1,93 mV respectivement. Du fait du revêtement PC électronegatif, le potentiel zêta des CUR-BCSC est plus élevé que celui des CUR-BCSC@PC. L'EE des CUR-BCSC@PC est supérieure à celle des CUR-BCSC.
Figure 4. A Images MET des CUR-BCSC et d'une CUR-BCSC unique. B Images MET des CUR-BCSC@PC et d'une CUR-BCSC@PC unique. C Effet Tyndall et photographie des CUR-BCSC@PC dans l'eau
Figure 5. a Distribution de taille et potentiel zêta des CUR-BCSC ; b Distribution de taille et potentiel zêta des CUR-BCSC@PC
Stabilité des CUR-BCSC@PC
Comme le montre la Fig. 6a, en raison de la nature réductrice de la liaison disulfure, celle-ci est clivée dans le PBS contenant 10 mM GSH, et les CUR-BCSC@PC se disloquent en fragments polymères qui s'agglomèrent, augmentant la taille des nanoparticules. En revanche, dans le PBS à 20 µM GSH, les variations de taille sont mineures, similaires au PBS sans GSH. La Fig. 6b montre l'évolution de la taille à différents temps dans le PBS : la taille des CUR-BCSC@PC augmente lentement au cours du temps [14].
Figure 6. Stabilité des CUR-BCSC@PC. a Variations de taille à différentes concentrations de GSH. b Variations de taille dans le PBS à différents temps
Réponse réductive des CUR-BCSC@PC
Il est bien établi que les liaisons disulfure sont instables dans un environnement tumoral réducteur. Les chercheurs les utilisent pour relier polymères hydrophiles et médicaments hydrophobes, formant des fragments amphiphiles qui s'auto-assemblent en nano-micelles. Selon les différences entre environnement physiologique et tumoral, les liaisons disulfure se brisent au site tumoral pour libérer le médicament [34]. Dans cette étude, la libération in vitro a été réalisée pour vérifier la propriété de libération attendue des CUR-BCSC@PC. La capacité de réponse réductive des CUR-BCSC@PC contenant des liaisons disulfure a été étudiée suite à l'activation par le GSH. Comme le montre la Fig. 7, la libération de la CUR depuis les CUR-BCSC@PC dans le milieu à 20 µM GSH (pH 7,4), simulant l'environnement extracellulaire, est extrêmement lente comparée à un milieu à 10 mM GSH (pH 7,4). Par rapport au milieu 20 µM GSH, les concentrations 1, 5 et 10 mM GSH montrent des différences significatives de comportement de libération. L'augmentation de la concentration de GSH favorise la libération de la CUR, indiquant une libération sensible à la concentration de GSH.
Figure 7. Libération cumulative de la CUR depuis les CUR-BCSC@PC sous différentes conditions de GSH
Cytotoxicité in vitro
Le test MTT a évalué les effets cytotoxiques de la CUR libre, des BCSC, CUR-BCSC et CUR-BCSC@PC sur les cellules A549 [35]. Les données de viabilité cellulaire sont résumées à la Fig. 8. Tous les préparations de CUR montrent une inhibition dose-dépendante de la prolifération cellulaire. La CUR libre a une capacité légèrement inférieure d'inhibition comparée aux CUR-BCSC@PC et CUR-BCSC après 24 h d'incubation. Pour les cellules A549, l'activité anticancéreuse des CUR-BCSC@PC est supérieure à celle des BCSC et CUR-BCSC, probablement due à une excellente absorption cellulaire. De plus, les CUR-BCSC@PC présentent une cytotoxicité plus élevée que les CUR-BCSC, suggérant que la PC a un effet inhibitif potentiel sur la prolifération des cellules A549.
Figure 8. Cytotoxicité in vitro de différentes formulations à 24 h sur cellules A549
Étude in vitro de l'absorption cellulaire
Les signaux de fluorescence de la CUR ont été observés dans les cellules A549 traitées par CUR-BCSC et CUR-BCSC@PC (CUR : 20 µg/mL) à 1, 2 et 4 h, au microscope à fluorescence inversé. La CUR, sonde fluorescente verte, est aussi un médicament anticancéreux, souvent utilisée comme modèle hydrophobe pour développer de nouveaux systèmes d'administration. Comme le montre la Fig. 9a, les CUR-BCSC et CUR-BCSC@PC sont absorbées par les cellules A549, l'efficacité étant temps-dépendante. Grâce aux récepteurs à la biotine surexprimés à la surface des cellules cancéreuses, les nano-micelles chargées en biotine ont une affinité pour les cellules A549. Les signaux de fluorescence des CUR-BCSC@PC sont élevés à 4 h, indiquant un taux d'absorption cellulaire élevé. L'augmentation des signaux entre 1 h et 4 h prouve la dépendance temporelle de l'absorption.
Figure 9. a Imagerie fluorescente de l'absorption cellulaire des CUR-BCSC et CUR-BCSC@PC à différents temps. b Localisation cellulaire des CUR-BCSC@PC à 1 h et 4 h
Les noyaux des cellules A549 ont été colorés au Hoechst 33342. Sur la Fig. 9b, des signaux verts apparaissent dans le cytoplasme du groupe CUR-BCSC@PC à 1 h, et la fluorescence se déplace progressivement vers les noyaux du groupe à 4 h, démontrant une absorption cellulaire par endocytose médiée par les caveoles.
Conclusions
Dans cette étude, un type de nanoparticules de COS fonctionnalisées par une protéine a été préparé par réactions de condensation, comportement d'auto-assemblage et interaction entre PC et CUR-BCSC. Après investigation préliminaire, les matériaux vecteurs amphiphiles (BCSC) à sensibilité redox ont été synthétisés avec succès et vérifiés par RMN 1H. Les surfaces des CUR-BCSC ont été modifiées par une couronne de phycocyanine, améliorant l'efficacité d'absorption cellulaire et protégeant les CUR-BCSC@PC de l'adsorption des protéines plasmatiques. Les analyses de cytotoxicité et d'absorption cellulaire indiquent que les CUR-BCSC@PC transportent la CUR dans les cellules A549 et possèdent une excellente propriété anti-proliférative. Compte tenu de l'effet PDT de la PC et de la CUR, la prochaine phase évaluera les propriétés photodynamiques et l'activité anticancéreuse des CUR-BCSC@PC sous photothérapie. Cette étude ouvre la voie à l'amélioration de l'efficacité des médicaments anticancéreux et à l'introduction d'une couronne protéique fonctionnelle. En résumé, le biomatériau vecteur nanomédecine CUR-BCSC@PC basé sur le COS à fonctions multiples offre une nouvelle stratégie pour le traitement des tumeurs et présente d'excellentes perspectives d'application.
Disponibilité des données et matériaux
Les conclusions de ce manuscrit sont basées sur les données toutes présentées dans cet article.
Abréviations
- BCSC :
- Biotine-chitosane oligosaccharide-acide dithiodipropionique-curcumine
- COS :
- Chitosane oligosaccharide
- COS-S-S-CUR :
- Chitosane oligosaccharide-acide dithiodipropionique-curcumine
- CUR :
- Curcumine
- CUR-BCSC@PC :
- Micelles de biotine-chitosane oligosaccharide-acide dithiodipropionique-curcumine fonctionnalisées à la phycocyanine et chargées en curcumine
- CUR-BCSC :
- Micelles de biotine-chitosane oligosaccharide-acide dithiodipropionique-curcumine chargées en curcumine
- EPR :
- Perméabilité et rétention accrues
- PC :
- Phycocyanine
- PDT :
- Thérapie photodynamique
Nanomatériaux
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