Microsphères calcium phosphate coquille-jaune haute surface spécifiques sources organiques phosphore/calcium pour adsorption HEL améliorée

Résumé

Les microsphères calcium phosphate à structure coquille-jaune (yolk-shell) ont un grand potentiel d'applications médicales grâce à leurs excellentes propriétés physico-chimiques et biocompatibilité. Cependant, développer un calcium phosphate coquille-jaune à haute capacité d'adsorption reste un défi. Ici, une microsphère poreuse coquille-jaune (ATP-CG) de calcium phosphate à haute surface spécifique (S_BET = 143 m²/g, ~3× plus élevée que microsphères ATP-CL synthétisées remplaçant source calcium par lactate de calcium L-pentahydraté (CL)) a été synthétisée avec succès en utilisant le sel disodique d'adénosine 5'-triphosphate (ATP) comme source de phosphore et le gluconate de calcium monohydraté (CG) comme source de calcium par approche auto-templating. L'influence du rapport molaire Ca/P, température et temps hydrothermaux sur la morphologie des microsphères ATP-CG a été étudiée. Les sources organiques de calcium et phosphore jouent un rôle vital dans la formation de la structure coquille-jaune. Des expériences d'adsorption par lots ont élucidé le mécanisme d'adsorption de deux microsphères coquille-jaune synthétisées avec différentes sources de calcium. La capacité d'adsorption ATP-CG (332 ± 36 mg/g) est ~2× supérieure à ATP-CL (176 ± 33 mg/g). La surface spécifique plus élevée due à la source de calcium et propriétés chimiques de surface uniques ATP-CG jouent un rôle clé dans l'amélioration de l'adsorption HEL. L'étude indique que les microsphères coquille-jaune préparées sont prometteuses pour administration médicaments et fournissent une approche efficace pour améliorer la capacité d'adsorption des médicaments.

Introduction

Le calcium phosphate a gagné une attention considérable ces dernières années pour son excellente biocompatibilité [1], haute capacité chargement et efficacité délivrance. Biomateriaux calcium phosphate utilisés domaines biomédicaux : ingénierie tissulaire [2], réparation osseuse [3], administration médicaments [4]. Pour étendre gamme applications et améliorer performance matériaux base calcium phosphate, divers matériaux morphologies/microstructures variées rapportés : microsphères hydroxyapatite (HAp) carbonatée [5], microtubes HAp [6], microsphères HAp creuses [7], nanosphères coquille-cage@jaune mésoporeuses phosphate calcium amorphe (ACP) [8].

Parmi morphologies, microsphères coquille-jaune attirent de plus en plus d'attention : matériaux frontière science + caractéristiques morphologiques uniques. Dans microsphères coquille-jaune, espace vide entre noyau jaune et coquille = réservoir stockage cargaisons diverses ; coquille poreuse = voie diffusion molécules hôtes → grand potentiel applications diverses : catalyse [9], batteries lithium-ion [10], photocatalyse [11], biomédecine [12]. Traditionnellement, méthodes template sacrificiel principales préparation microsphères coquille-jaune [13, 14]. Ces stratégies template ont réussi ajuster structure/propriétés. Mais inconvénients : étapes traitement fastidieuses, surfactants/réactifs directeurs structure pouvant être dangereux santé. Actuellement, méthodes auto-templating largement utilisées recherche microsphères coquille-jaune [15, 16]. Contrairement approches templating traditionnelles, templates auto-templating = templates formation vides + précurseurs microsphères coquille-jaune. Méthodes auto-templating = approches commodes préparation microsphères coquille-jaune. Introduction auto-templating synthèse microsphères calcium phosphate coquille-jaune = défi intéressant.

Matériaux calcium phosphate utilisés transporter différents cargos : protéines [17], ADN [18], siRNA [19]. Mais faible capacité adsorption médicaments calcium phosphate = problème urgent. Généralement, approches immobilisation molécules médicaments surface vecteur dépendent propriétés surface : potentiel surface [20], hydrophobicité/hydrophilicité [21], liaison hydrogène [22], surface spécifique [23]. Améliorer propriétés surface et surface spécifique = approche valide améliorer capacité adsorption médicaments vecteur.

Ici, microsphères poreuses coquille-jaune calcium phosphate préparées ATP source phosphore + CG source calcium méthode auto-templating. Sans agent templating ajouté, microsphères calcium phosphate coquille-jaune affichent surface spécifique particulièrement élevée. Comportement adsorption lysozyme blanc d'œuf poule (HEL) ATP-CG investigué vs ATP-CL (remplacement source calcium CL). Résultats : différence surface spécifique due source calcium + propriétés chimiques surface = rôle vital amélioration capacité adsorption HEL.

Méthodes

Matériaux

ATP sel disodique (Macklin Biochemical, Shanghai, Chine). Gluconate calcium monohydraté (CG) et lactate calcium L-pentahydraté (CL) (Sangon Biotech, Shanghai, Chine). Lysozyme blanc d'œuf poule (HEL, ~70000 U/mg) (Sigma-Aldrich, Taufkirchen, Allemagne).

Synthèse et caractérisation microsphères ATP-CG et ATP-CL coquille-jaune

Préparation ATP-CG : 0,9 g CG dissous 20 ml eau ultrapure solution C à 60 °C ; 0,11 g ATP dissous 5 ml eau ultrapure solution P. Solution C refroidie température ambiante, mélangée solution P agitation vigoureuse, pH ajusté NaOH 2 M à 5. Volume final 30 ml (eau ultrapure ajoutée), rapport molaire Ca/P = 3,3. Solution transférée système digestion micro-ondes réaction hydrothermale micro-ondes 120 °C 15 min. Précipités centrifugation (4500 rpm, 10 min), rinçage eau ultrapure, lyophilisation 48 h. ATP-CL préparées selon littérature [24].

Phase cristalline : DRX (XRD, Cu Kα, λ=0,154). Morphologie : MEB, MET, HRTEM. Compositions : spectrophotomètre IR transformée Fourier (FTIR). Surface spécifique : Brunauer-Emmett-Teller (BET). Propriétés thermiques : analyse thermogravimétrique (TGA) 10 °C/min azote.

Adsorption HEL et caractérisation

Expériences adsorption HEL deux microsphères : quantités définies microsphères coquille-jaune (ATP-CG, Ca/P=3,3, 120 °C, 15 min ; ATP-CL, Ca/P=2,5, 120 °C, 30 min) dispersées eau ultrason 10 min → suspension 1,5 mg/ml. 0,5 ml solutions aqueuses concentrations HEL variées ajoutées 1 ml suspension → concentrations finales médicament 1–7,5 mg/ml. Agitation 200 rpm 37 °C 6 h. Centrifugation, quantités HEL surnageants mesurées spectrophotomètre UV-Vis 280 nm. Potentiels zêta et compositions microsphères avant/après chargement médicament : analyseur potentiel zêta, spectromètre FTIR, analyseur thermogravimétrique (TGA, 10 °C/min, azote).

Isotherme adsorption

Modèle isotherme Dubinin-Radushkevic (D-R) pour comportement adsorption. Modèle basé théorie remplissage micropores, décrit sorption non-idéale surface hétérogène + distingue mécanisme (sorption physique/chimique). Équation : Q_eq = Q_m exp(-K_DR ε²) (1) ; ε = RT ln(1+1/C_eq) (2) ; E = 1/√K_DR (3). Q_eq = capacité adsorption équilibre (mg/g), C_eq = concentration adsorbat phase aqueuse équilibre (ml/L), Q_m = capacité max adsorption, R = constante gaz 8,314 J/(mol·K), T = température absolue, E = énergie libre moyenne estimation type adsorption. E < 8 kJ/mol → adsorption physique ; 8–16 kJ/mol → échange ionique ; >16 kJ/mol → adsorption chimique.

Analyse statistique adsorption médicament

Données moyenne ± écart-type. Différences significatives (p < 0,05) ANOVA à un facteur. Expériences triplicatas, analyse logiciel DPS.

Résultats et discussion

Morphologie et caractérisation chimique microsphères

Microsphères ATP-CG coquille-jaune

Images MEB Fig. 1 morphologies échantillons conditions réaction différentes. t = 5 ou 15 min : produits microsphères uniformes. t = 30 min : microsphères auto-assemblées nanosheets (Fig. 1 f, i, l). Effet Ca/P morphologie observé t = 30 min : augmentation Ca/P → formation progressive microsphères auto-assemblées nanosheets (Fig. 1 f, i, l). Formation nanosheets auto-assemblées explicable : micro-ondes hydrothermal → ATP hydrolyse → molécules adénosine (ADP, AMP, adénosine) + ions phosphate (PO₄³⁻) ; CG hydrolyse → gluconate + ions calcium (Ca²⁺) ; ions phosphate + calcium → noyaux ACP primaires [25] ; noyaux ACP initiaux croissent/assemblent → microsphères ACP. Temps hydrothermal prolongé → ATP/CG plus hydrolysés → plus PO₄³⁻/Ca²⁺ → supersaturation/saturation nucleation accrue → formation nanosheets auto-assemblées. Augmentation Ca/P → concentration locale Ca²⁺ élevée → même accélération transformation morphologie. Temps hydrothermal et Ca/P influencent morphologie produits.

Spectres FTIR microsphères synthétisées divers Ca/P 120 °C 15 min Fig. 2. Pics 1620 cm⁻¹, 1383 cm⁻¹, 912 cm⁻¹ → pics caractéristiques C=O, C–O CG et groupes P–O ATP [26] → CG/ATP non hydrolysés ou dérivés adsorbés surface microsphères. Pic caractéristique PO₄³⁻ HAp faible 1035 cm⁻¹ [27] ; pics 1122 cm⁻¹, 567 cm⁻¹ → ions PO₄³⁻ ACP [28] → produits ACP + HAp. FTIR confirme phosphate calcium préparé ATP source phosphore + CG source calcium.

Images MEB/MET échantillons divers Ca/P micro-ondes hydrothermal 120 °C 15 min Fig. 3. Ca/P 0,8 ou 1,67 : microsphères poreuses (Fig. 3b, d). Ca/P 2,5 : morphologie commence transformation microsphères coquille-jaune (Fig. 3f). Ca/P 3,3 : produits entièrement microsphères coquille-jaune (Fig. 3h). Au-delà, sphères brisées et noyaux exposés microsphères coquille-jaune (insert Fig. 3g) observés fracture mécanique → preuve structure creuse entre jaune et coquille. Mécanisme formation proposé : Ca/P bas → microsphères ACP poreuses formées d'abord, inhibition effet ATP/CG molécules/derivés adsorbés surface. Ca/P augmenté → ACP métastable croît davantage, supersaturation système élevée. Enfin, HAp cristallins formés surface externe, confirmé image HRTEM Fig. 3i (distance interplans 0,308 nm indexé (210) HAp). Structures creuses jaune/coquille générées différence volume/densité HAp vs ACP [24]. Cartographie EDS : Ca, P, O uniformément distribués microsphères. Spectres EDS Fig. 3k, XPS Fig. 3l : éléments chimiques principalement Ca, P, O, cohérent FTIR Fig. 2.

Impact temps/température hydrothermal micro-ondes morphologie microsphères Ca/P=3,3 Fig. 4. t=5 min : microsphères poreuses (Fig. 4a-b). t=15 min : microsphères coquille-jaune (Fig. 4c-d). t=60 min ou T=160 °C : faisceaux feuilles/baguettes (Fig. 4e-l). Transformation morphologie poreuse→coquille-jaune→feuille/baguette attribuable croissance ACP continue hydrolyse ATP/CG solution. Hydrolyse ATP/CG molécules/derivés adsorbés surface ACP accélère aussi croissance ACP. Phénomène intéressant 60 min ou 160 °C : feuilles/baguettes développées depuis nanoparticules ACP (cadres rouges), confirmé analyse DTA Fig. S1. Pic exothermique 650 °C courbes DTA [29, 30] → cristallisation ACP. Pic exothermique s'affaiblit augmentation temps/température hydrothermal → transformation ACP produits vers phosphate calcium cristallin.

Constitution chimique/structure échantillons Ca/P=3,3 différents temps/température hydrothermal : FTIR et DRX. Fig. 5a : pics caractéristiques ions PO₄³⁻ HAp 1037 cm⁻¹, 603 cm⁻¹ [27] ; pic 1122 cm⁻¹ → ions PO₄³⁻ ACP ; pics 1620, 1383 cm⁻¹ → C=O, C–O CG ; pic 912 cm⁻¹ → vibration étirement asymétrique P–O ATP. Augmentation temps/température hydrothermal → intensité pics caractéristiques CG/ATP diminue progressivement → ATP/CG molécules/derivés adsorbés surface microsphères davantage hydrolysés. Intensité pic caractéristique ions PO₄³⁻ HAp augmente tendance avec diminution intensité pic ACP → transformation phase cristalline produits vers phase HAp.

Fig. 5b : diagrammes DRX échantillons. Bosse caractéristique phase amorphe ~2θ=30° microsphères 5 ou 15 min. Temps hydrothermal 60 min ou T=160 °C → phase cristalline microsphères transformée complètement HAp, indexable données standard (JDCPS no. 09-0432). Amélioration intensité relative plans réticulaires (211), (300), (002) explique augmentation cristallinité produits. DRX et FTIR confirment transformation phase cristalline avec augmentation température/temps hydrothermal.

Microsphères ATP-CL coquille-jaune

Pour comparer adsorption médicament, autres microsphères coquille-jaune préparées CL source calcium organique micro-ondes hydrothermal [24]. Morphologie : échantillons toujours microsphères coquille-jaune, vérifié sphères brisées (insert Fig. 6a) et images MET (Fig. 6b, c). Changement source calcium = pas effet significatif morphologie. Diffraction électronique zone sélectionnée (SAED) : spots SAED discrets (Fig. 6d) → microsphères bien cristallisées. Cartographie EDS : distribution uniforme Ca, P, O microsphères (Fig. 6e). Spectres EDS Fig. 6f confirment présence Ca, P, O → microsphères phosphate calcium.

Adsorption HEL et mécanisme adsorption microsphères

Fig. 7 : capacité adsorption deux microsphères augmente concentration initiale HEL. Concentration HEL 6,5 mg/ml → capacité adsorption ATP-CG plateau, capacité max ~332 ± 36 mg/g (Fig. 7a), ~2× supérieure ATP-CL (176 ± 33 mg/g, 6 mg/ml, Fig. 7b).

Résultat adsorption HEL soutenu spectres FTIR et courbes TG. Fig. 8a, b : pics absorption 1134 cm⁻¹ (1139) et 563 cm⁻¹ (568) → ions PO₄³⁻ ACP ; 1039 cm⁻¹ (1040) → ions PO₄³⁻ HAp observés microsphères HEL-adsorbées → introduction HEL pas changement significatif structure microsphères. Pics adsorption 1542, 1545 cm⁻¹ → groupe amide HEL observés microsphères HEL-adsorbées → HEL adsorbé avec succès microsphères. Bandes adsorption 2966, 2962, 2935, 2927 cm⁻¹ → groupes –CH₃, –CH₂ HEL détectées microsphères HEL-adsorbées → présence HEL microsphères vérifiée. Courbes TGA : perte masse ATP-CG avant/après adsorption HEL = 11,3 % et 36,7 % (Fig. 8c) → capacité adsorption HEL ATP-CG ~340 mg/g. ATP-CL : perte masse 21,1 % avant adsorption, 37 % après (Fig. 8d) → capacité adsorption 189 mg/g. Résultats TGA proches Fig. 7.

Cause différence capacité adsorption deux microsphères : données équilibre adsorption analysées modèle isotherme D-R. Courbes ajustement Fig. 9, paramètres Tableau 1. Coefficient corrélation ATP-CG > ATP-CL → modèle D-R adapté comportement adsorption ATP-CG. E < 8 kJ/mol → adsorption HEL sur ATP-CG = sorption physique. Capacité max (Q_m) ATP-CG HEL ~381 mg/g, proche Fig. 7a.

Adsorption HEL ATP-CG = sorption physique → potentiel surface microsphères investigué. Fig. 10a : potentiel zêta ATP-CG, ATP-CL, HEL eau ultrapure = –17 mV, –22 mV, +20 mV. Après adsorption HEL : potentiel zêta ATP-CG, ATP-CL = +2,7 mV, +1,5 mV → adsorption HEL surface microsphères force électrostatique attractive. Mais force électrostatique attractive pas cause majeure différence capacité adsorption : pas différence significative potentiels zêta (–17 vs –22 mV) microsphères.

Raison différence capacité absorption : surface spécifique microsphères investiguée. Fig. 11a : surface spécifique BET (S_BET) ATP-CG = 143 m²/g, ~3× ATP-CL (55 m²/g, Tableau 2). Surface spécifique contribue différence capacité adsorption. Haute surface spécifique ATP-CG due faible cristallinité [31]. Fig. 11b : ATP-CG cristallinité inférieure ATP-CL. Différence cristallinité due conditions synthèse différentes. Généralement, cristallinité produit augmente étendue hydrolyse réactifs certaine pression/température. Acidité acide gluconique (pKa=3,39) > acide L-lactique (pKa=3,86) → vitesse hydrolyse plus lente → cristallinité plus faible. Résultat : ATP-CG haute surface spécifique obtenue changement source calcium.

Conclusions

Microsphères coquille-jaune ATP-CG conçues ATP source phosphore organique + CG source calcium organique méthode hydrothermale micro-ondes. Microsphères affichent haute surface spécifique + haute capacité adsorption. Influences Ca/P, température, temps hydrothermal morphologie/structure microsphères investiguées. Sources phosphore/calcium organiques = effet significatif formation microsphères coquille-jaune. Conditions hydrothermales (Ca/P, temps, température) = responsables formation microsphères coquille-jaune. Surface spécifique + propriétés chimiques surface (potentiel surface) = deux facteurs clés capacité adsorption microsphères comparant adsorption HEL deux microsphères différentes sources calcium.

Disponibilité des données et matériaux

Toutes données soutenant conclusions incluses dans l'article.

Abréviations

BET :

Mesures Brunauer-Emmett-Teller

FTIR :

Spectroscopie infrarouge transformée Fourier

MET :

Microscopie électronique en transmission

DRX :

Diffraction rayons X

TGA :

Analyse thermogravimétrique

HRTEM :

MET haute résolution

SAED :

Diffraction électronique zone sélectionnée