Administration ciblée de morine par liposomes sensibles au pH modifiés par conjugués aptamère-nanoparticules d'or pour la thérapie anticancéreuse

Résumé

Cette étude propose la synthèse d'un nouveau type de nanoparticule anticancéreuse : des liposomes sensibles au pH encapsulant la morine et modifiés par des conjugués aptamère-nanoparticules d'or (Apt-Au@MSL), dotés de propriétés de ciblage tumoral. Les tumeurs sont difficiles à traiter car leur microenvironnement diffère de celui des tissus sains ; leur pH est plus acide, ce qui nuit généralement à l'efficacité des médicaments. C'est pourquoi les systèmes d'administration de médicaments sensibles au pH suscitent un vif intérêt. Les nanoparticules d'or (AuNP) montrent un grand potentiel comme vecteurs de médicaments grâce à leur petite taille, leur bonne biocompatibilité, leur facilité de modification de surface et leur forte pénétration cellulaire. Les Apt-Au@MSL présentent une excellente monodispersité et des propriétés de ciblage tumoral, avec une libération du médicament dans un environnement légèrement acide par dialyse. Le criblage de cellules cancéreuses modèles par test MTT a révélé que les cellules SGC-7901 sont efficacement inhibées dans leur prolifération. Les résultats in vivo démontrent que l'administration d'Apt-Au@MSL inhibe la croissance tumorale dans des modèles murins xénogreffés. Les colorations H&E et TUNEL confirment que les Apt-Au@MSL favorisent l'apoptose tumorale. Ce système pourrait induire l'apoptose en déclenchant une surproduction d'espèces réactives de l'oxygène (ROS) et en régulant de multiples voies de signalisation. Les tests biochimiques sanguins et les colorations H&E indiquent une toxicité aiguë négligeable et une bonne biocompatibilité in vivo. Grâce à ses performances, l'Apt-Au@MSL représente un matériau anticancéreux ciblé prometteur pour de futures applications cliniques.

Introduction

Le cancer, l'une des principales causes de décès dans le monde, entraîne des pertes économiques considérables et des souffrances humaines. D'importants efforts visent le développement de médicaments intelligents pour son traitement. Les nanoparticules polymères, capables de protéger les principes actifs jusqu'à leur site d'action, améliorent potentiellement l'administration thérapeutique. Pour assurer une délivrance ciblée, des nanoparticules réactives sont conçues pour modifier leurs propriétés sous l'effet de stimuli biologiques (pH, conditions redox) ou externes (température, lumière). Les nanoparticules sensibles au pH retiennent particulièrement l'attention en raison des variations de pH après endocytose. Cette fonctionnalité peut être intégrée dans diverses structures polymères pour concevoir des systèmes de libération contrôlée. Les nanoparticules peuvent répondre au pH par modification de leur chimie de surface, changement de taille ou de forme, ou libération de substances, régulant ainsi l'absorption cellulaire.

L'hydrate de morine (3,5,7,2′,4′-pentahydroxyflavone) est une substance active naturelle isolée de plantes médicinales chinoises. Ce composé de type progestérone et métabolite phénolique secondaire possède d'excellentes propriétés antioxydantes, anticancéreuses et anti-inflammatoires. Son potentiel thérapeutique suscite un grand intérêt, mais il est limité par sa faible solubilité aqueuse et sa biodisponibilité réduite.

Les liposomes, vésicules creuses composées de lécithine et de céramide entre autres, possèdent une structure bicouche d'amphiphiles. Ils offrent biocompatibilité, fonctionnalité, réduction des effets secondaires et capacité d'encapsulation élevée. Ils transportent efficacement agents hydrophiles et hydrophobes, les protégeant de l'environnement externe pour les acheminer vers les tissus cibles. L'efficacité est améliorée par la conception de liposomes sensibles au pH, qui libèrent le médicament dans le microenvironnement tumoral et se déstabilisent rapidement dans les milieux acides comme les endosomes des cellules cancéreuses.

Pour une sélectivité accrue, les liposomes sensibles au pH doivent être modifiés en nanoparticules ciblant la tumeur. Les aptamères d'ADN, récemment développés comme capteurs biosensibles et d'imagerie hautement sélectifs, sont aussi des agents prometteurs pour la thérapie ciblée. L'aptamère AS1411, à simple brin, lie les noyaux des cellules cancéreuses avec une forte affinité. Combiné aux nanoparticules d'or, il forme un nanoconstructif binaire interagissant avec les noyaux cancéreux. Des systèmes hybrides liposome-nanoparticule d'or, combinant liposomes cationiques et AuNP, ont été conçus pour améliorer la pénétration du médicament dans la tumeur et renforcer l'activité anticancéreuse.

Les nanoparticules d'or sont d'excellents vecteurs, modifiables par des biomolécules pour renforcer la spécificité de ciblage. La modification de surface par des aptamères thiolés via liaison covalente Au-S permet un ancrage stable. D'un point de vue ingénierie, les nanomatériaux d'or fonctionnalisés offrent une plateforme puissante pour l'identification, la détection et le traitement ciblés.

Dans cette étude, nous avons encapsulé la morine dans des liposomes sensibles au pH et assemblé des conjugués Au-Apt à leur surface (Apt-Au@MSL). La morine, peu soluble et de faible biodisponibilité, a ainsi été transformée. La morphologie, la taille et les propriétés des Apt-Au@MSL ont été caractérisées. Cette nouvelle nanoparticule présente des propriétés de ciblage tumoral et une forte activité anticancéreuse, évaluées in vitro et in vivo.

Matériaux et Méthodes

Matériaux

L-α-Phosphatidylcholine (PC), cholestérol (Chol), cholestérol hémisuccinate (CHEMS), morine (≥ 99,99 %), citrate de sodium (99,9 %), HAuCl₄·3H₂O (≥ 99,9 %), polyvinylpyrrolidone (PVP, PM 40 000), NaOH (≥ 98,0 %) et HCl (37 %) proviennent de Sigma-Aldrich (USA). L'aptamère AS1411 avec modification disulfure (séquence : 5′-HS-T-(C6-S-S-C6)-TTG GTG GTG GTG GTT GTG GTG GTG GTG G-3′) a été synthétisé par TaKaRa (Dalian, Chine). Le bleu de thiazolyl (MTT), l'iodure de propidium (PI), la calcéine et l'Annexin V-Alexa Fluor 488 proviennent de Sigma-Aldrich. Toutes les solutions aqueuses ont été préparées avec de l'eau doublement distillée. Les autres réactifs sont de grade commercial optimal.

Synthèse des nanoparticules d'or

1 mL de HAuCl₄·4H₂O (1 %) est dissous dans 25 mL d'eau Milli-Q (pH 5,5), avec 50 mg de PVP. La solution est versée dans un ballon à trois cols (150 mL) et irradiée par micro-ondes (MW) pendant 5 min sous agitation mécanique. Ensuite, 1,5 mL de citrate de sodium (1 %) est ajouté rapidement, suivi de 3 min d'irradiation MW. La solution est récupérée par centrifugation à 10 000 tr/min pendant 5 min.

Synthèse des conjugués Apt-Au NP

La liaison disulfure des aptamères est clivée par le tris(2-carboxyéthyl)phosphine. Après 30 min, la solution d'aptamère (100 μL, 100 μM) est ajoutée à 10 mL de solution d'Au NP (5 nM) et incubée 24 h pour former les Au-Apt NP. Après un jour, le mélange est salé deux fois avec 2,5 mL de NaCl 500 mM, espacées de 4 h.

Préparation des liposomes sensibles au pH

Les liposomes (PC d'œuf : CHEMS : Chol = 33 : 13 : 5, 5 % morine) sont préparés par hydratation de film. PC d'œuf, CHEMS, Chol et 2 mg de morine sont dissous dans 8 mL de CHCl₃ ; les solvants sont éliminés à 40 °C par évaporation rotative. Pour les liposomes de morine, le film lipidique est hydraté avec 2 % (p/v) de PBS et soniqué 15 min en bain de glace. Pour les Apt-Au@MSL, le film est hydraté avec 475 μg/mL d'Au-Apt NP dans 5 % de dextrose, puis soniqué.

Caractérisation

Spectroscopie UV-visible (UV-Vis, S-3100, Scinco) et spectroscopie infrarouge à transformée de Fourier (FT-IR, Nicolet iS50, Thermo Fisher). La morphologie des Apt-Au@MSL est examinée par microscopie électronique à transmission (MET, HT7700, Hitachi). Le pourcentage de libération de morine est détecté par UV-Vis. La morphologie des liposomes de morine et Apt-Au@MSL est observée par microscopie électronique à balayage (MEB, S-4800, Hitachi). La diffusion dynamique de la lumière (DDL) et les mesures de potentiel zêta caractérisent les propriétés optiques et les tailles sur un analyseur Brookhaven ZetaPALS.

Culture cellulaire

Les lignées cancéreuses humaines SGC-7901, BGC-823, A549, HeLa, MCF-7 et Hs68 (ATCC) sont maintenues en milieu RPMI avec 10 % de sérum fœtal bovin à 37 °C, 5 % CO₂.

Étude de l'activité anticancéreuse in vitro

Les cellules sont ensemencées en plaques 96 puits (2,0 × 10³ cellules/puits) et cultivées avec Apt-Au@MSL à concentrations variables (0, 5, 10, 15, 20, 30 μg/mL). Les Au NP et la morine servent de groupes témoins. Le groupe blanc reçoit du PBS. Après incubation, 9,6 mL de solution MTT (5 mg/mL) sont ajoutés par puits pour 2 h. Chaque groupe est testé en triplicat ; les valeurs IC₅₀ sont déduites des courbes DO vs concentration. La fluorescence est observée par microscopie confocale.

L'adhésion cellulaire est surveillée par un système de détection électronique en temps réel (RT-CES, ACEA Biosciences) toutes les 10 min pendant 75 h. Chaque puits reçoit 1,0 × 10⁴ cellules/puits en 200 μL, incubé avec Apt-Au@MSL (10, 20, 30 μg/mL) à 10 h pour 12 h. Groupe blanc : cellules non traitées ; témoins : morine et liposomes de morine.

Microscopie de fluorescence

Les cellules SGC-7901 sont cultivées en plaques 48 puits overnight. Elles sont traitées avec Apt-Au@MSL (10 et 30 μg/mL) pendant 12 h. Témoins : morine et liposomes de morine. Après lavage PBS (3×), les cellules sont co-colorées Calcéine-AM/PI 30 min, lavées 2× PBS, et imageries par microscopie confocale à balayage laser (CLSM) (Calcéine-AM : Ex 488 nm, Em 515 nm ; PI : Ex 535 nm, Em 615 nm).

Analyse de la mort cellulaire apoptotique

Chaque puits de plaque 6 puits reçoit 1,0 × 10⁵ cellules SGC-7901, incubées avec Apt-Au@MSL (5, 10, 20, 30 μg/mL) 12 h. Blanc : cellules non traitées ; témoins : morine et liposomes de morine. Après traitement, les cellules sont collectées, lavées 2× PBS, colorées PI et Annexin V-FITC, analysées par cytométrie de flux CytoFLEX (Beckman Coulter) (PI : Ex 535 nm, Em 615 nm ; Annexin V-FITC : Ex 488 nm, Em 525 nm).

Étude de la destruction de la paroi cellulaire

Cellules SGC-7901 en plaques 6 puits (37 °C, 5 % CO₂). Blanc : cellules sans matériau. Après culture avec Apt-Au@MSL (5, 10, 20, 30 μg/mL) 12 h, traitement Trypsine-EDTA 0,25 %. Toutes les cellules (y compris flottantes) sont collectées 2000 tr/min, 5 min. Fixation 2,5 % glutaraldéhyde 4 h. Déshydratation série acétone 20 min. Montage sur grilles cuivre, observation MET (HT-7700, Hitachi).

Western Blot

L'expression protéique des cellules SGC-7901 est détectée par Western blot. Cellules (4,0 × 10⁵/puits) sur plaque 9 cm, 20 μg/mL Apt-Au@MSL pendant 1, 6, 12, 24 h. Récolte, lyse tampon sur glace 1 h. Centrifugation 11 000 g, 4 °C, 10 min ; surnageant (protéines totales) récupéré. Concentration protéique par méthode BCA. Résuspension tampon de charge, ébullition 100 °C, 10 min. Échantillons (40 μg/puits) sur SDS-PAGE (gels tricine 10 %). Transfert membranes nitrocellulose (NC) 100 V, 1,5 h. Blocage 5 % lait écrémé en TBST 1 h. Incubation anticorps primaires puis secondaires. Bandes visualisées par réactifs ECL. β-actine comme contrôle interne. Quantification par logiciel Quantity-One.

Modèle animal

Souris BALB/c mâles nues (~17 g) du Centre de recherche sur les modèles animaux de l'Université de Nanjing, élevées en environnement axénique (SPF). Modèles tumoraux par injection sous-cutanée de suspension cellulaire (SGC-7901, 100 μL, 1 × 10⁶/mL) à l'épaule. Images tumorales 15 jours post-injection. Expériences conformes aux protocoles du Centre des animaux de laboratoire de l'Université agricole d'Anhui (Permis SYXK 2016-007). Pied à coulisse pour diamètres longitudinal (longueur) et transversal (largeur) max. Volume tumoral = longueur × largeur² × 0,5.

Étude anticancéreuse in vivo

Tests de suivi à volume tumoral 50 mm³. Souris randomisées en 5 groupes : PBS (100 μL), morine, liposomes de morine, Au-Apt, Apt-Au@MSL. Injection intraveineuse caudale à 2 mg/kg. Tailles tumorales mesurées après 24 jours. Poids corporel et survie suivis. Euthanasie, prélèvement tumeurs et organes pour coloration H&E.

Après blocage et perméabilisation, lames tumorales lavées PBS, coloration TUNEL, contre-coloration DAPI. Imagerie CLSM (DAPI : Ex 358 nm, Em 461 nm ; TUNEL : Ex 450-500 nm, Em 515-565 nm).

Évaluation de la toxicité

Pour évaluer la toxicité d'Apt-Au@MSL sur organes vitaux, souris des 4 groupes traitées sacrifiées après 30 jours. Organes importants (foie, rate, reins, cœur, poumons, tumeur) collectés et colorés H&E. Prélèvements sanguins, mesure glycémie. Poids des souris déterminés.

Résultats et Discussion

Caractérisation

L'étude visait à développer un nouveau liposome combinant les avantages des nanoparticules (Apt-Au NP) comme agent anticancéreux. Les propriétés de base des nouveaux liposomes sont cruciales. Les Apt-Au@MSL sont synthétisés selon une étude antérieure avec modifications mineures, puis caractérisés (Fig. 3). La Fig. 3b montre les spectres UV-Vis avec pic caractéristique ~530 nm pour Au NP. Une forte absorbance UV, influencée par la modification de surface par l'aptamère, est observée. Le pic caractéristique des Apt-Au@MSL se situe à 362 et 550 nm, confirmant la synthèse. La spectroscopie FT-IR (Fig. 3c) montre un décalage vers le rouge des pics caractéristiques, confirmant la modification par la morine.

Un essai de libération de morine dans PBS à différents pH (simulant circulation sanguine pH 7,4, microenvironnement tumoral légèrement acide, et environnement intracellulaire acide pH 5,0) a été réalisé. À pH 5,0, ~54 % de morine libérée en 24 h, avec libération continue sur 96 h ; à pH 7,4, seulement ~10 % en 24 h. L'Apt-Au@MSL montre une bonne stabilité physiologique (peu de fuite) et une libération rapide en milieu acide intracellulaire, améliorant l'efficacité thérapeutique (Fig. 3d).

MET et MEB élucident les structures (Fig. 3f). MET des AuNP montre une taille ~10 nm, cohérente avec la modification sur liposomes (Fig. 3g). MEB (Fig. 3e) : liposomes bruts forment vésicules unilamellaires diamètre non uniforme ~120 nm (cohérence DLS). Apt-Au@MSL : morphologie hybride due à la modification Au-Apt, diamètre 150 nm (cohérence DLS, Fig. 3i). MET des interactions liposomes/Au-Apt : Au NP associés quasi exclusivement à la bicouche lipidique vésiculaire, localisés en périphérie (Fig. 3h).

Mesures ζ-potentiel (Fig. 3j) : Au NP et Au-Apt négatifs (-57,1 ± 0,3 mV et -31,7 ± 0,2 mV). Apt-Au@MSL modifié par liposomes de morine chargés positivement : potentiel +36,4 ± 0,3 mV. L'adsorption charge positive/négative est le mécanisme de liaison. Fig. 3k : taux d'encapsulation stable sur 24 h. Courbe étalon morine : efficacité d'encapsulation 90,2 % (liposomes morine) et 89,6 % (Apt-Au@MSL) (Tableau S1, Fig. S1).

Test d'activité anticancéreuse de l'Apt-Au@MSL

In vitro

La morine a une activité antitumorale supérieure mais faible biodisponibilité (faible solubilité). Encapsulée dans liposomes sensibles au pH, elle devient hydrosoluble ; la surface est modifiée par Au-Apt pour obtenir l'effet ciblé. La Fig. 4a montre l'activité anticancéreuse par MTT. Concentration définie par concentration en morine. Groupe morine : pas d'activité apparente vs blanc. Groupe liposomes de morine : activité accrue. L'activité antitumorale des liposomes de morine surpasse la morine brute. La modification par Apt (Apt-Au@MSL) améliore encore l'activité. Tableau 1 : valeurs IC₅₀ de morine, liposomes de morine, Apt-Au@MSL, cisplatine. Large spectre d'activité sur cellules tumorales, préférence marquée pour SGC-7901 (puissance élevée, faible toxicité cellules normales). IC₅₀ Apt-Au@MSL = 15,6 ± 1,5 μg/mL sur SGC-7901. Confirmé par test RTCA. Cellules SGC-7901 cultivées avec Apt-Au@MSL à différentes concentrations ; blanc : PBS ; témoins : morine et liposomes de morine. Adhésion/étalement surveillés par iCELLigence (Fig. 4b). Résultats similaires au MTT. Apt-Au@MSL inhibe significativement la prolifération SGC-7901 de manière concentration-dépendante. Changements morphologiques observés par microscopie de fluorescence (Fig. 4c) : cellules sans traitement conservent intégrité structurelle ; intégrité compromise après traitement Apt-Au@MSL.

Analyse de la mort cellulaire apoptotique

Analyse quantitative d'apoptose par cytométrie de flux (coloration Annexin-FITC). Cellules colorées PI et Annexin V-FITC, analysées CytoFLEX. Annexin V détecte cellules apoptotiques précoces (phosphatidylsérine exposée) ; PI marque apoptose tardive. Ratio apoptose : blanc 1,57 % ; morine 3,51 % ; Apt-Au@MSL concentrations croissantes : 7,44 %, 10,75 %, 15,53 %, 40,77 % (Fig. 5). Apoptose accrue confirmant l'activité anticancéreuse exceptionnelle. Ratio apoptose augmente avec la concentration d'Apt-Au@MSL.

Étude d'activité anticancéreuse par essai de fluorescence

L'effet antitumor sur SGC-7901 induit par Apt-Au@MSL évalué par essais LIVE/DEAD. Après incubation morine, liposomes morine, Apt-Au@MSL à différentes concentrations, co-coloration kit LIVE/DEAD 30 min obscurité. Fig. 6 : groupe blanc = toutes cellules vertes (vivantes). Témoins (morine, liposomes morine) : cellules rouges fluorescentes. Cellules traitées Apt-Au@MSL : grand nombre cellules apoptotiques. Avec augmentation concentration, cellules vivantes diminuent, cellules mortes augmentent, densité cellulaire diminue. Confirmation qu'Apt-Au@MSL favorise efficacement l'apoptose tumorale.

Étude de l'intégrité cellulaire

Pour confirmer l'influence de l'absorption/transport d'Apt-Au@MSL sur SGC-7901, essai MET. Changement morphologie observé MET. Images MET pour structure interne et référence mécanismes anticancéreux. Fig. 7 : cellules SGC-7901 sans traitement : morphologie claire, parois nettes. Témoins (morine, liposomes morine) : dommages partiels, contraction région nucléaire. Exposition Apt-Au@MSL : changements significatifs paroi et structure interne. Cytoplasme fuit, structure nucléaire floue. Nombreux fragments cellulaires autour cellules creuses. Parois désintégrées/détruites. Profils entiers flous, cellules endommagées, cytoplasme fuit. Flèches rouges = zone Au NP. Avec augmentation concentration Apt-Au@MSL, plus de zones Au NP dans noyau. Suggère libération morine après entrée Apt-Au@MSL dans cellule, d'où apparition grande quantité Au NP. Résultats suggèrent activité antitumorale associée à intégrité cellulaire et structure nucléaire compromises.

Mécanisme moléculaire induit par Apt-Au@MSL

Pour explorer le mécanisme moléculaire de l'apoptose induite par Apt-Au@MSL, détection niveaux d'expression caspases et PARP. Activation caspase-3, -8, -9 détectée substrats spécifiques. Fig. 8a : traitement Apt-Au@MSL induit activation dose-dépendante caspase-3, -8, -9. Caspase-9 favorise apoptose médiée mitochondries plus que caspase-8, voie mitochondriale dominante. Western blot confirme apoptose induite par Apt-Au@MSL au niveau protéique. Fig. 8b, c : activation caspases et clivage PARP montrent dépendance temps et dose. Fig. 8d, e : Western blot confirme. Conclusion : Apt-Au@MSL inhibe croissance SGC-7901 principalement par induction apoptose.

Apt-Au@MSL inhibe la croissance tumorale

In vivo

Activités antitumorales in vivo évaluées modèle xénogreffe SGC-7901. Comparaison images tumeurs vs groupes témoins (morine, liposomes morine) : souris traitées Apt-Au@MSL montrent réduction marquée poids et taille tumeur (Fig. 9a). Courbes volume tumoral relatif et poids souris : Apt-Au@MSL in vivo efficacité anticancéreuse supérieure (Fig. 9b). Pas de différence significative volume tumoral moyen entre témoins (morine, liposomes morine) et blanc. Volume tumeur groupe Apt-Au@MSL ~1/10 groupe blanc, ~1/6 groupe témoin. Morine brute et liposomes morine 40 mg/kg : pas d'effet sur croissance tumorale. Apt-Au@MSL inhibe croissance. Poids corporel groupes (PBS, morine, liposomes morine, Au-Apt) : pas de fluctuation marquée (Fig. 9c), traitement bien toléré, pas d'effets aigus. Souris traitées Apt-Au@MSL : survie prolongée marquée (Fig. 9d). Souris survivantes comportement normal, pas signe malaise. Administration Apt-Au@MSL inhibe croissance tumorale modèles xénogreffes.

Analyse histologique de l'activité anticancéreuse

Coloration H&E tissus tumoraux et organes après fixation/traitement. Efficacité traitement évaluée par mort cellulaire tumorale via H&E. Fig. 10a : souris traitées Au-Apt, morine, liposomes morine = même étendue dommages thermiques que blanc. Pas d'apoptose apparente groupe blanc. Sections tissus tumoraux : cellules tumorales serrées. Traitement Apt-Au@MSL : dommage significatif tissu tumoral, apoptose modérée. Activité anticancéreuse modèles murins Apt-Au@MSL. Pour ratio cellules apoptotiques tissu tumoral in vivo, essai TUNEL. Fig. 10b : cellules apoptotiques tumeurs colorées fluorescence verte. Images fusionnées : moins régions vertes groupe blanc et témoins (morine, Au-Apt) = moins cellules apoptotiques. Cellules souris traitées liposomes morine : partiellement apoptotiques. Groupe Apt-Au@MSL : grand nombre régions vertes = grande quantité cellules apoptotiques. Résultats cohérents H&E, confirmation Apt-Au@MSL favorise apoptose tumorale in vivo.

Évaluation toxicité in vivo

Toxicité potentielle in vivo préoccupation majeure applications cliniques médicaments anticancéreux. Vérification applicabilité Apt-Au@MSL in vivo : souris évaluées sous différents traitements (morine, liposomes morine, Au-Apt, Apt-Au@MSL). Tests biochimiques sanguins pour changements biochimie post-traitement. Fig. 11a : index glycémie groupe Apt-Au@MSL similaire blanc et témoins. Pas différence poids corporel entre groupes. Augmentation constante observée, indiquant absence toxicité (Fig. 11b). H&E sections organes (Fig. 11c) : pas signe dommage/inflammation groupe Apt-Au@MSL vs blanc/témoins. PBS, morine, liposomes morine, Au-Apt, Apt-Au@MSL : effets secondaires négligeables in vivo. Résultats + H&E confirment sécurité Apt-Au@MSL traitement tumoral.

Conclusions

Cette étude présente la synthèse d'un nanomatériau antitumoral, Apt-Au@MSL. Excellente monodispersité et propriétés ciblage tumoral. Polarité morine modifiée, activité antitumorale renforcée. pH 5,0 : taux libération morine maximal expériences caractérisation. Apt-Au@MSL : morphologie vésicules hybrides due modification Au-Apt. Diamètre 150 nm cohérent DLS. Criblage cellules cancéreuses MTT : SGC-7901 prolifération efficacement supprimée. IC₅₀ Apt-Au@MSL = 15,6 ± 1,5 μg/mL SGC-7901. Essais cytométrie fluorescence confirment Apt-Au@MSL matériel anticancéreux efficace, induction apoptose in vitro. Apt-Au@MSL trouvé interne cellule (images MET) suggère ciblage cellule cancéreuse. Administration Apt-Au@MSL inhibe croissance tumorale modèles xénogreffes (test poids tumeur). H&E et TUNEL confirment promotion apoptose tumorale in vivo. Tests biochimie sanguine et H&E : toxicité aiguë négligeable, bonne biocompatibilité in vivo.

Disponibilité des Données et Matériaux

Les auteurs déclarent que les matériaux, données et protocoles associés sont disponibles pour les lecteurs sans qualifications indues dans les accords de transfert de matériel. Toutes les données générées et analysées pendant cette étude sont incluses dans cet article.

Abréviations

Apt :

Aptamères

Apt-Au :

Aptamères et nanoparticules d'or

MSL :

Liposome de morine sensible au pH

AuNP :

Nanoparticules d'or

ROS :

Espèces réactives de l'oxygène

Apt-Au@MSL :

Liposome de morine sensible au pH modifié par aptamères et nanoparticules d'or

PC :

L-α-Phosphatidylcholine

Chol :

Cholestérol

CHEMS :

Cholestérol hémisuccinate

PVP :

Polyvinylpyrrolidone

PI :

Iodure de propidium

FT-IR :

Spectroscopie infrarouge à transformée de Fourier

UV-Vis :

Spectroscopie ultraviolette-visible

MET :

Microscopie électronique à transmission

MEB :

Microscopie électronique à balayage

DDL :

Diffusion dynamique de la lumière

PDI :

Indice de polydispersité

ATCC :

American Type Culture Collection

CLSM :

Microscopie confocale à balayage laser

TUNEL :

TdT-mediated dUTP Nick-End Labeling

H&E :

Coloration hématoxyline-éosine

RTCA :

Analyse cellulaire en temps réel sans marquage