Au@Ag Core@Shell Nanoparticules synthétisées avec Rumex hymenosepalus comme agent antimicrobien

Introduction

Au cours des 25 dernières années, plusieurs méthodes chimiques ont été étudiées pour la synthèse de nanomatériaux ; cependant, la plupart de ces méthodes utilisent des substances qui ne sont pas respectueuses de l'environnement et utilisent des températures élevées ou des équipements coûteux. Dans ce travail, nous avons réalisé la synthèse de nanostructures or-argent en utilisant la méthode de synthèse verte. Cette méthode minimise la pollution dès le départ. Utiliser des procédés "propres", éviter la plupart des déchets et utiliser des polluants dangereux pour développer des nanomatériaux "propres" qui ne constituent pas une menace pour la santé ou l'environnement.

La synthèse verte de nanoparticules métalliques recherche une influence positive de l'interaction avec les systèmes biologiques, ce qui signifie que les nanoparticules et leur auto-fonctionnalisation avec des molécules polyphénoliques génèrent des interactions biologiques compatibles avec des systèmes tels que les cellules et les macromolécules. En général, ces interactions biologiques sont utilisées comme nanomédecine pour des maladies telles que le cancer, le diabète et les maladies neurodégénératives. La synthèse d'argent (coquille) et d'AuNps en tant que système cœur-coquille a des applications telles que les capteurs de diagnostic optique, le capteur moléculaire [1, 2], les thérapies photothermiques, les antimicrobiens et améliore le processus catalytique [3,4,5,6] par rapport avec des NP monométalliques.

En particulier, des méthodes séquentielles ou simultanées dans différents réacteurs, des méthodes chimiques et physiques [7] sont utilisées pour la synthèse bimétallique :la pyrolyse par pulvérisation ultrasonique[8], une méthode sonochimique[5], une puce microfluidique [9], la nanoprécipitation nanofluidique séquentielle [ 10, 11] les microémulsions[12], les liposomes [13], les agents réducteurs utilisés sont de type chimique ou chimie verte.

Les matériaux secs sont utilisés dans la synthèse de nanoparticules comme les oxydes métalliques [14], les nanotubes de carbone [15, 16], d'autres utilisations des dispositifs électroniques souples imprimés [17]. Les nanoparticules humides utilisées sur les systèmes biologiques [18,19,20], les transporteurs de médicaments [21, 22], les antimicrobiens [23, 24], les applications de détection [25] et les nanotechnologies computationnelles sont une classification moderne [26] utilisée pour définir les utilisations.

Khatami et al., ont passé en revue la synthèse verte utilisant des plantes de nanoparticules de type core@shell, en particulier, ont été utilisées Antigonon leptopus , Diopyros kaki , Azadirachta indica , Potamogeton pectinatus , Anacadium oceidentale pour la synthèse de nanoparticules Au@Ag de taille comprise entre 5 et 500 nm (a), ont été testés pour différentes applications (non antibactériennes), et Asparagus racemosus L'extrait de racine a été utilisé pour synthétiser des nanoparticules d'alliage Au-Ag en trouvant une CMI à 480 µg/mL testée dans Escherichia coli , Bacillus subtilis , Pneumonie à Klebsiella , Pseudomonas aeruginosa , et Staphylococcus aureus [27]. Les NP Au@Ag obtenues par synthèse chimique ont des applications comme antibactériennes, et la CMI rapportée est d'environ 2,5 µg/mL pour la teneur en argent (coquille) [28], Lu et. Al. ont rapporté qu'une synthèse chimique de Au/AgNPs@Van a été préparée à l'aide de NaBH₄ et l'addition de la vancomycine et de la CMI était de 60 nmol/mL pour les nanoparticules bimétalliques testées dans les bactéries gram-positives et négatives [29].

Les propriétés antibactériennes des nanomatériaux bimétalliques [30,31,32,33,34] s'améliorent en fonction de la concentration en Ag. En revanche, une augmentation de la concentration en Au diminue les propriétés antibactériennes mais réduit l'effet cytotoxique, c'est-à-dire que le matériau bimétallique devient plus biocompatible [35]. En comparant l'effet des matériaux monométalliques Au et Ag avec des matériaux bimétalliques [36,37,38,39,40], il a été démontré qu'un effet synergique [41] se produit entre les matériaux bimétalliques, générant des effets bifonctionnels [28, 42].

La fonctionnalisation des nanomatériaux présente un intérêt particulier puisque l'environnement chimique [43,44,45] (pH, présence de soufre, molécules biocompatibles, etc.) entourant le système aura des effets sur l'interaction avec les cellules ou les microorganismes; par conséquent, l'accent mis sur la génération de biomatériaux à l'aide de la chimie verte [46,47,48,49,50,51,52,53,54,55].

La composition chimique des particules bimétalliques [56,57,58] sera un facteur déterminant dans leurs propriétés optiques [41, 59], en raison de l'effet synergique des nanostructures monométalliques [60].

Dans ce travail, des nanoparticules d'or et d'argent ont été synthétisées en utilisant comme agent réducteur un Rumex hymenosepalus extrait, qui est une plante qui contient des molécules de stilbènes et de catéchines qui agissent comme de puissants antioxydants en réduisant les ions métalliques. Des nanoparticules d'or ont été utilisées comme noyaux pour obtenir des nanoparticules bimétalliques de type core@shell de Au@Ag grâce à une méthode de synthèse séquentielle. La caractérisation des nanomatériaux implique les techniques de HAADF-STEM, TEM avec EDS y HRTEM.

Avec les différents types de nanoparticules synthétisées, une étude comparative a été réalisée sur la dynamique de croissance des bactéries E. coli et S. aureus et la levure Candida albicans.

Section expérimentale

Matériaux

Les racines de Rumex hymenosepalus ont été acquis dans un établissement commercial de la localité. Les deux précurseurs HAuCl₄ et AgNO₃ pour la synthèse de nanoparticules ont été achetés auprès de Sigma-Aldrich avec une pureté de 99%. Le bouillon d'infusion cerveau-cœur (BHI) et le bouillon de dextrose de pomme de terre (PDB) utilisés pour les analyses de micro-organismes ont été achetés auprès de Sigma-Aldrich. L'éthanol (pur à 99%) utilisé dans le processus de nettoyage des nanoparticules a été acquis auprès de Fermont, et de l'eau ultrapure (milli-Q) a été utilisée dans les expériences.

Extrait de Rumex hymenosepalus

Pour la préparation de l'extrait, 150 g de racine coupée en lamelles et préalablement déshydratées ont été macérées dans 1000 mL d'un mélange éthanol/eau 70/30 V/V. La macération a été réalisée à température ambiante dans un récipient en verre avec un bouchon hermétique et à l'abri de la lumière. L'absorbance de la solution obtenue a été surveillée pendant 21 jours jusqu'à ce qu'il n'y ait aucun changement dans sa valeur. A cette époque, le processus de macération était considéré comme terminé. L'extrait obtenu a été successivement filtré avec des filtres papier Whatman avec des tailles de pores de 8 µm et 2 µm et enfin avec un filtre acrodisque de 0,22 µm. L'éthanol a été éliminé par rotovaporisation et le concentré d'extrait aqueux a été congelé à -80 °C pour la lyophilisation (Labconco, FreeZone 1L). Les poudres obtenues ont été conservées dans des récipients stériles à l'abri de la lumière à température ambiante jusqu'à utilisation.

Synthèse des AuNP

Premièrement, Rumex hymenosepalus solution aqueuse a été préparée à 10 mg/mL à partir de l'extrait lyophilisé. Plus tard, 16 mL de Rumex la solution a été mélangée avec 32 mL d'eau ultrapure, en maintenant l'agitation à 1000 tr/min et a été ajoutée lentement 16 mL de HAuCl₄ (0,01 M). La réaction a été maintenue pendant une heure dans des conditions d'éclairage de laboratoire et à température ambiante. L'intensité de la résonance plasmonique de surface (λ _SPR = 540 nm) a été évaluée par spectroscopie UV-Vis au cours du temps ; lorsqu'aucun changement n'a été observé, la synthèse a été considérée comme terminée. Le produit obtenu a été centrifugé à 12 000 tr/min, le surnageant a été remplacé par de l'eau ultrapure et un processus de sonication a été appliqué pendant 1 h pour redisperser les nanoparticules. La procédure a été répétée trois fois de plus. L'eau a été utilisée comme solvant les deux premières fois et l'éthanol la dernière. Enfin, la dispersion éthanolique a été centrifugée et les précipités séchés dans un four à convection à 40 °C pour préparer une dispersion aqueuse d'AuNPs à 2 300 µg/mL.

Synthèse de Au@AgNPs

Pour la synthèse Au@AgNPs, 2 mL de la dispersion aqueuse AuNPs (2300 µg/mL), 0,8 mL d'AgNO₃ (0,1 M) et 0,8 mL de Rumex hymenosepalus (10 mg/mL) ont été déposés dans un tube de culture en verre stérile. Le mélange a été soniqué pendant 3 h dans un bain de nettoyage à ultrasons (Branson, modèle 2510). Plus tard, le contenu a été centrifugé à 12 000 tr/min pendant une heure, les solides obtenus ont été redispersés dans de l'eau ultrapure par sonication pour obtenir une concentration de 1000 µg/mL.

Synthèse des AgNPs

Pour produire des AgNPs, 16 mL de solution d'extrait (10 mg/mL) ont été mélangés avec 64 mL d'eau ultrapure et 8 mL d'AgNO₃ 0,1 M. La réaction a été effectuée pendant une heure dans des conditions d'éclairage de laboratoire à 25 °C, et la résonance plasmonique de surface (\(\lambda_{{{\text{SPR}}}}^{{{\text{Ag}} }}\) = 440 nm) a été surveillé par spectroscopie UV-Vis au fil du temps pour évaluer la formation. Le produit a été centrifugé à 12 000 tr/min, le surnageant a été remplacé par de l'eau ultrapure et une sonication a été appliquée pendant 1 h. La procédure a été répétée trois fois de plus. L'eau a été utilisée comme solvant les deux premières fois et l'éthanol la dernière. La dispersion éthanolique a été centrifugée et les précipités séchés dans un four à convection à 40°C. Enfin, la poussière d'AgNPs obtenue a été redispersée dans de l'eau ultrapure par sonication pour générer une dispersion colloïdale à une concentration de 2000 µg/mL.

Caractérisations

Les spectres d'absorption UV-Vis ont été obtenus sur un spectromètre PerkinElmer Lambda 45 à double faisceau. Une fente de 0,5 nm a été utilisée et les spectres ont été enregistrés à une vitesse de 480 nm/min dans une plage comprise entre 200 et 900 nm. Pour les nanoparticules, 50 µL d'échantillon et seulement 5 µL d'extrait ont été utilisés. Le volume final a été complété à 3 mL dans les cellules de quartz en utilisant de l'eau ultra-pure comme solvant.

Potentiel zêta (ζ ) des AuNPs, AgNPs et Au@AgNPs ont été mesurés à l'aide d'un Zetasizer-Nano ZS (Malvern Instruments, Royaume-Uni). Chaque échantillon a été mesuré à température ambiante (25 °C) en triple et en fonction de la concentration à 1, 10, 50 et 100 µg/mL pour chaque échantillon.

Les DLS pour AuNPs, AgNPs et Au@AgNPs ont été mesurés à l'aide d'un Zetasizer-Nano ZS (Malvern Instruments, Royaume-Uni) équipé d'un laser He-Ne de 633 nm. Chaque échantillon a été mesuré à température ambiante (25 °C) en triple et en fonction de la concentration à 1, 10, 50 et 100 µg/mL pour chaque échantillon. L'indice de polydispersité (PDI) a été déterminé à partir d'expériences DLS utilisant le logiciel Malvern via la définition \({\text{PDI}} =\left( {\frac{\sigma }{{\overline{D}}}} \right)^ {2}\), où D est le diamètre moyen et \(\sigma\) est l'écart type de \(D\). Les valeurs PDI de 0,10 ou moins sont considérées comme hautement monodispersées [62].

La bande interdite optique E _g a été calculé pour les AgNPs, AuNPs, Ag@AuNPs, en utilisant l'équation de Tauc pour déterminer une bande interdite dans les matériaux par la relation suivante :

où \(\alpha\) est le coefficient d'absorption du matériau (\(\alpha\) = 2.303 A /d où A est l'absorbance et d est la largeur de la cellule) et où E _g est la bande interdite d'énergie optique et hʋ est l'énergie photonique obtenue en traçant une ligne entre (αhʋ ) ⁿ et énergie photonique hʋ . Le numéro d'indice n est pris égal à 2 pour les transitions directes de bande à bande autorisées dans les échantillons [63] et peut être facilement évalué avec un tracé d'ajustement linéaire [64]. Dépend du type de transition qui peut avoir les valeurs 1/2, 2, 3/2 et 3 correspondant respectivement aux transitions directes autorisées, indirectes autorisées, directes interdites et indirectes interdites [65].

Les échantillons AgNPs, AuNPs, Ag@AuNPs et Rh ont été analysés par absorption infrarouge à l'aide d'un FTIR (PerkinElmer, Inc., Waltham, Spectrum Two). Les paramètres d'acquisition étaient :4 cm ⁻¹ résolution, 16 numérisations et entre 4 000 et 900 cm ⁻¹ gamme de longueurs d'onde.

Des tests de spectroscopie photoélectronique aux rayons X ont été effectués sur un modèle PerkinElmer PHI 5100, qui contient une double source de Mg/Al, 300 W, 15 kV. La raie d'émission Mg Kα avec une énergie de 1253,6 eV a été utilisée pour les AgNPs, AuNPs, Ag@AuNPs et Rh. Toutes les expériences ont été réalisées dans des conditions de vide de 2 × 10 ^-9 Torr. [66]. Les données ont été analysées à l'aide du logiciel Multipak. Pour la caractérisation XPS, les différentes dispersions de nanoparticules et le Rumex hymenosepalus la solution d'extrait ont été déposées sur des lamelles propres comme suit. 30 µL de l'échantillon ont été ajoutés à la lamelle, ce qui lui a permis de sécher complètement pour le prochain dépôt. Le processus a été répété au moins 5 fois jusqu'à ce qu'un film mince soit formé, puis caractérisé par XPS.

La microscopie électronique à transmission à champ sombre annulaire à grand angle (HAADF-STEM) peut être considérée comme un mode de fonctionnement puissant en microscopie électronique, qui fournit une grande quantité d'informations complémentaires pour élucider la structure d'un nanomatériau. HAADF-STEM à correction d'aberration peut déterminer avec une résolution atomique les positions d'atomes de nature chimique différente. Cela est dû au HAADF-STEM à correction d'aberration, connu pour sa sensibilité chimique et sa haute résolution spatiale [67]. Dans ce mode de fonctionnement, l'image incohérente est dominante avec une contribution négligeable du contraste de diffraction [68]. Ainsi, le contraste du numéro atomique (contraste Z) dans HAADF-STEM corrigé par les aberrations nous permet de déterminer les détails structurels des nanostructures avec une grande précision.

Pour l'analyse STEM, les échantillons ont été analysés dans un microscope électronique JEOL-JEMARM200 fonctionnant à 200 kV, avec un correcteur CEOS pour la lentille du condenseur. Les images STEM à contraste Z ont été enregistrées simultanément dans les modes BF et HAADF. Les images ont été enregistrées avec une ouverture de lentille de condenseur de 40 microns (angle de convergence de 32 à 36 mrad) et une taille de spot de 9 pA.

Pour l'analyse par microscopie électronique, une goutte (10 µL) de suspension Au@AgNPs a été déposée sur une grille de carbone de 300 mesh d'épaisseur, séchée à température ambiante et placée dans une chambre à vide pendant 24 h.

Les nanoparticules ont été analysées par MET dans un appareil Jeol 2010F (résolution de 1,9 Å) à 200 kV. L'analyse EDS a été réalisée à l'aide d'un spectromètre à rayons X QUANTAX 200-TEM (Bruker) avec détecteur XFlash 4010. Pour l'analyse HRTEM, des micrographies TEM ont été enregistrées à des grossissements supérieurs à 100 000X. Les espacements interplanaires des plans cristallins ont été déterminés par analyse micrographique numérique (version 3.0 Gatan). La préparation des échantillons était similaire à celle décrite ci-dessus pour l'analyse STEM.

Les données ont été recueillies à l'aide d'un système de diffractomètre Bruker D8 QUEST équipé d'un monochromateur à miroirs multicouches et d'un tube scellé Cu Kα Microfocus (λ = 1.54178 Å). Les cadres ont été collectés à T = 300 K via ω /φ -scans puis traités pour obtenir des diffractogrammes d'intensité par rapport à 2Thêta. Le logiciel High Score Plus a été utilisé pour le traitement des données brutes et la base de données de diffraction des poudres ICSD associée au logiciel a été implémentée pour les analyses d'identification de la phase de recherche de correspondance.

Test d'activité antibactérienne

Les micro-organismes testés étaient des bactéries Escherichia coli (ATCC 25922), Staphylococcus aureus (ATCC 5538P), et levure Candida albicans isolé à partir d'urine infectée recueillie chez un patient de sexe masculin adulte présentant une infection des voies urinaires (notre étude suit les principes de la Déclaration d'Helsinki). Le Brain Heart Infusion (BHI) et le Potato Dextrose Broth (PDB) ont été utilisés pour préparer un inoculum de bactéries et de levure, respectivement. Les cultures ont été incubées à 37 ºC pendant la nuit. La concentration en unités formant colonie (UFC/mL) par millilitre de suspension a été déterminée en mesurant la densité optique par UV-Vis à 540 nm pour les bactéries, 600 nm pour les levures. Suspensions contenant 4 × 10 ⁸ , 7.8 × 10 ⁸ , et 2,5 × 10 ⁶ Les UFC/mL ont été utilisées pour E. coli , S. aureus , et C. albicans , respectivement. L'activité antimicrobienne a été testée dans des plaques à 96 puits, en utilisant un milieu de culture liquide additionné de nanoparticules et de micro-organismes à 37 ºC. Tous les tests ont été effectués en triple. L'absorbance a été mesurée dans un lecteur de plaques multimode Synergy HTX Biotek, en utilisant le logiciel Gen 5. Toutes les courbes de croissance microbienne ont été réalisées à l'aide du logiciel Origin Lab 8.0. Dans un premier temps, 70 µL de milieu bouillon frais (BHI ou PDB, selon les micro-organismes étudiés) mélangés à des nanoparticules à la concentration requise ont été ajoutés dans les puits. Plus tard, 30 µL de suspension de micro-organismes ont été ajoutés aux puits et homogénéisés avec le milieu. Le volume final sur chaque puits était de 100 µL. Après distribution de l'inoculum, les plaques 96 puits ont été lues au spectrophotomètre décrit ci-dessus. Les plaques ont été maintenues à 37 °C pendant 24 h, avec un mode d'agitation circulaire avant chaque lecture avec une période de 15 min chacune. Le taux de croissance des micro-organismes a été déterminé par mesure de la densité optique (DO) à la longueur d'onde mentionnée.

Courbes de croissance analysées par le modèle de Gompertz

Il est bien connu dans la littérature que le modèle de croissance de Gompertz décrit bien la croissance des populations de micro-organismes. Ce modèle nous permet de comprendre deux paramètres critiques dans la description de la croissance de la population de micro-organismes :la phase adaptative (Lag phase) et le taux de croissance de la population. En particulier, l'étude du comportement de la phase Lag dans les traitements inhibiteurs de microorganismes est pertinente car elle renseigne sur les réponses adaptatives du microorganisme au traitement et peut même donner des indications sur le développement de résistance du microorganisme au traitement évalué [69]. ].

Le modèle de Gompertz modifié a été décrit par Zwietering et al. [70] et adapté par Li et al. [69] et d'autres auteurs [71,72,73,74,75,76,77,78] comme modèle qui ajuste les courbes de croissance et

où A est le numéro de cellule exprimé sous la forme OD₅₄₀ (S. aureus et E. coli ) et OD₆₀₀ (C. albicans ), μ est le taux de croissance à la phase exponentielle et e est l'exponentiel e ¹ , \(\lambda\) est la phase de latence. Nous avons ajusté notre cinétique de croissance à l'aide d'un logiciel d'origine 9.1 pour analyser les effets sur S. aureus , E. coli, et C. albicans des trois agents AuNPs, AgNPs et Au@AgNPs.

Effet des nanoparticules sur E. coli, , S. aureus , et C. albicans Croissance

Escherichia coli et Staphylococcus aureus ont été inoculés dans du milieu BHI, et C. albicans a été inoculé dans du bouillon PD. Toutes les cultures ont été incubées pendant la nuit à 36°C. Après incubation, les trois cultures ont été ajustées à une absorbance de 1, 0,7 et 1, respectivement (λ = 540 nm). AuNPs, AgNPs et Au@AgNPs ont été ajustés à une concentration de 50 µg/mL. Dans une plaque de 96 micropuits, les cultures ajustées ont été exposées à des nanoparticules dans un rapport 7:3, atteignant un volume final de 200 µL par micropuits. De plus, des cultures ajustées ont été exposées à de l'eau stérilisée comme condition témoin dans les mêmes conditions décrites précédemment. Les autres contrôles utilisés pour cette expérience étaient des milieux frais et chacune des solutions de nanoparticules sans micro-organismes. Escherichia coli, Staphylococcus aureus , et Candida albicans ont été exposés à AuNPs, AgNPs et Au@AgNPs, respectivement. La plaque de micropuits a été incubée à 36 °C et un échantillon de chaque micro-organisme dans des conditions de traitement et de contrôle a été obtenu à 1, 7, 13 et 19 h. Les échantillons collectés ont été dilués dans une solution saline en série 1:10 et étalés sur la surface des plaques Müeller-Hinton. Les plaques inoculées ont été incubées à 36 °C pendant 24 h. Après incubation, les UFC/mL ont été calculés par comptage direct.

Détermination de la concentration bactéricide minimale (CMB)

Staphylococcus aureus , Escherichia coli , et Candida albicans ont été inoculés chacun dans un bouillon Müeller-Hinton incubé pendant la nuit à 36°C et ajusté à 0,5 McFarland Nephelometer. Une fois les inoculums ajustés pour la détermination de la concentration minimale inhibitrice (CMI), un test de microdilution a été effectué. Brièvement, une plaque à 96 puits a été utilisée à cet effet. 160 µL d'une culture ajustée de chaque micro-organisme ont été versés dans 5 puits. Des solutions d'AuNPs, AgNPs et Au@AgNPs de 1000 µg/mL ont été préparées. Les solutions précédentes ont été utilisées pour préparer des solutions à 750, 500 et 250 µg/mL. De l'eau pure stérilisée a été utilisée à raison de 0 µg/mL de nanoparticules, et 40 µL de chaque solution précédente ont été ajoutés à 160 µL de cultures ajustées. De cette façon, chaque culture a été exposée à une concentration finale de 200, 150, 100, 50 et 0 µg/mL de chaque nanoparticule testée. La microplaque a été incubée à 36°C pendant 24h. Après cela, un échantillon de chaque puits a été inoculé sur une surface de Müeller-Hinton et incubé dans les mêmes conditions décrites précédemment. Après incubation, des plaques de Müeller-Hinton ont été observées à la recherche de tout signal de croissance. La concentration où aucun signal de croissance n'a été observé a été enregistrée comme valeur MBC.

Résultats et discussions

Caractérisation

La figure 1a montre les spectres d'absorption UV-vis des nanomatériaux synthétisés. Les absorbances ont été normalisées pour la résonance plasmonique de surface localisée maximale (LSPR) correspondant à chaque système de nanoparticules.

Spectres UV-Vis des nanoparticules (a ), Z-Potentiel (b ), DLS (c ) et PDI (d ) de Au, Ag et Au@AgNPs

Le spectre d'absorption Au@AgNps de la Fig. 1a a une seule bande centrée à 474 nm, qui est située entre les AgNPs LSPR (445 nm) et les AuNPs LSPR (544 nm). L'absence de pic d'absorption de type or sur Au@AgNPs suggère que les nanomatériaux obtenus par synthèse séquentielle sont des structures core@shell. Il n'est pas possible de détecter une bande d'absorption associée à Au appartient au noyau. Certains auteurs supposent que pour les systèmes core@shell, les spectres d'absorption sont composés de deux bandes associées à chacun des métaux pour des épaisseurs de coque comprises entre 3 et 4 nm. L'absorption associée au noyau métallique disparaît pour les épaisseurs plus élevées, obtenant une seule bande d'absorption où la localisation maximale dépend du rapport épaisseur/taille du noyau de la particule bimétallique [79, 80].

Samal et al. [81] ont synthétisé des nanoparticules core@shell (Au@Ag) en contrôlant la taille des noyaux et en ajoutant des coques d'épaisseurs différentes. En particulier, notre résultat UV-vis pour Au@AgNPs coïncide avec celui rapporté par Samal et al. pour des noyaux d'or de 32 nm et une épaisseur d'argent supérieure à 15 nm, où les spectres sont caractérisés par une seule bande d'absorption (~ 450 nm), et la suppression des plasmons de surface Au est observée.

De plus, sur la figure 1a, une absorption centrée à 280 nm (région surlignée en bleu) peut être observée, correspondant aux molécules du Rumex hymenosepalus extrait utilisé comme agent réducteur dans notre synthèse de nanoparticules. Fichier supplémentaire 1 :la figure S1 correspond à Rumex hymenosepalus spectre d'absorption en solution aqueuse. Une bande caractéristique centrée à 278 nm est observée, associée aux transitions électroniques des cycles aromatiques conjugués aux groupements carbonyles des composés polyphénoliques [82]. Cette bande d'absorption dans les spectres UV-Vis des nanoparticules indique que les produits finaux contiennent des molécules d'extrait qui y restent, Rivero-Cruz et. Al. ont rapporté quatre stilbénoïdes, deux flavan-3-ols et trois anthraquinones isolés de R. hyménosépale [83] et Rodríguez-León et. Al. ont effectué une étude de résonance magnétique nucléaire pour déterminer que Rumex hymenosepalus contiennent des molécules importantes comme le glycoside de stilbène et le gallate d'épicatéchine et le gallate d'épigallocatéchine [61]. Ces molécules participent en tant qu'agents réducteurs à la synthèse des nanoparticules. Le processus implique la déprotonation de certains groupes -OH des cycles phénoliques pour former des groupes  = CO. Les molécules polyphénoliques sont oxydées et les électrons libérés sont transférés à Ag ⁺ et Ag ³⁺ ions pour former Au ⁰ et Ag ⁰ .

La figure 1b montre les valeurs des potentiels Zeta correspondant aux AuNPs, AgNPs et Au@AgNPs à des concentrations de 1, 10, 50 et 100 µg/mL. Les nanoparticules sont dispersées dans de l'eau ultrapure, et la mesure a été réalisée en triple à 25 ℃. En général, dans toute la plage de concentration, les nanoparticules présentent des valeurs de potentiel zêta plus négatives que -30 mV, atteignant des valeurs de -40 mV à une concentration de 100 µg/mL pour les AuNPs et Au@AgNPs et -38 mV pour les AgNPs. Ces valeurs de potentiel Zeta très négatives indiquent que les nanoparticules subissent des interactions répulsives entre elles qui empêchent leur agrégation et permettent la stabilité à long terme des colloïdes métalliques [84, 85, 86]. En corrélant les résultats de la spectroscopie UV-Vis avec les valeurs de potentiel Zeta obtenues, nous pouvons établir que les valeurs très négatives peuvent être dues à la complexation des molécules polyphénoliques de l'extrait sur la surface des nanoparticules [87].

Pour les applications biologiques, il est intéressant d'obtenir une population de nanoparticules avec des tailles monodispersées [88], donc les figures 1c et d montrent les valeurs DLS correspondant au diamètre moyen et à l'indice de polydispersité (PDI) pour les AuNPs, AgNPs et Au@AgNPs à des concentrations de 1, 10, 50 et 100 µg/mL. Le diamètre moyen des Au@AgNPs est d'environ 250 nm et maintenu constant en fonction de la concentration, de manière similaire pour les nanoparticules monométalliques avec un diamètre moyen d'environ 122 et 135 nm pour les AuNPs et les AgNPs, respectivement. Dans le même cas, observez que les valeurs PDI sont de l'ordre de 0,3 pour les nanoparticules monométalliques et de 0,2 pour Au@AgNPs. Ces résultats, où les tailles ne varient pas avec la concentration, indiquent que les différents systèmes de nanoparticules ont une bonne stabilité présentant une polydispersité de tailles modérée (0,3 ≥ PDI ≥ 0,2).

La bande interdite optique du tracé de Tauc a été calculée (Fichier supplémentaire 1 :Figure S2). La bande de conduction par les matériaux semi-conducteurs a des valeurs E _g < 3 eV, comme référence le germanium a E _g < 0,7 eV et le silicium est E _g = 1,1 eV [89]. Dans notre cas, la bande interdite pour Au@AgNPs, AuNPs et AgNPs est respectivement de 1,93 eV, 2,03 eV et 2,33 eV. Cela signifie que ces matériaux sont considérés comme des semi-conducteurs, et cette caractéristique a été obtenue pour les effets de confinement quantique qui produisent un écart énergétique accru, de sorte que les nanomatériaux peuvent être utilisés comme capteurs, batteries et dispositifs optoélectroniques [64].

Pour établir si des composés organiques sont présents dans les nanoparticules, ces nanomatériaux ont été caractérisés par XPS et FTIR. La figure 2a montre les spectres d'étude de l'extrait de plante et des nanoparticules. Comme on peut le voir, tous les systèmes de nanoparticules présentent les signaux caractéristiques associés aux éléments carbone (C 1 s, 284,6 eV) et oxygène (O 1 s, 532,2 eV) du Rumex hymenosepalus extrait. Ce résultat confirme que des molécules organiques d'extrait sont présentes dans les nanomatériaux obtenus. De plus, des spectres XPS haute résolution ont été obtenus pour analyser les états d'oxydation de l'argent et de l'or dans les nanoparticules (Fichier supplémentaire 1 :Figure S3). Pour les AgNPs (Fichier supplémentaire 1 :Figure S3A), les signaux aux énergies de liaison de 373,76 eV et 367,76 eV (∆BE = 6,0 eV) correspondant à la raie spectrale 3d3/2 et 3d5/2 peuvent être associés à Ag ⁰ (argent métallique). Pour les AuNPs (Fichier supplémentaire 1 :Figure S3B), le pic associé au couplage spin-orbital 4f5/2 est situé sur l'énergie de liaison 87,65 eV. Pour 4f7/2, le pic de couplage spin-orbital est situé à 83,98 eV. Le rapport des intensités (I4f7/2 > I4f5/2), l'emplacement et la séparation entre les pics (ΔBE = 3,67 eV) confirment que les ions d'or (Au ³⁺ ) sont complètement réduits en or métallique Au ⁰ [90]. Pour Au@AgNPs, les spectres XPS haute résolution correspondant à l'argent et à l'or sont présentés dans le fichier supplémentaire 1 :Figure S3C et Figure S3-D, respectivement. Ces spectres présentent le même comportement que leurs homologues monométalliques. Cela indique que l'argent et l'or sont tous deux de valence zéro dans la présentation core@shell.

Spectres de relevé XPS (a ) et FTIR (b ) pour Rh, Ag, Au et Au@AgNPs

Le FTIR de la Fig. 2e montre à 3296 cm ⁻¹ groupes hydroxyle, 2974 cm ⁻¹ (C–H) liaison du cycle aromatique, 1689 cm ⁻¹ associé à l'étirement du groupe carbonyle (C=O), et 1689–1400 cm ⁻¹ en raison de la liaison carboxylate (C–O) et de l'étirement de la liaison carbone-carbone et 1212 cm ⁻¹ associé à l'étirement du phénol C–O conjugué à des AuNPs, 1049 cm ⁻¹ Mode d'étirement C–O des molécules du groupe ester de catéchine [88,89,90] et 799 cm ⁻¹ la courbure hors du plan dans le phénol, la courbure C–H signalée à 964,4 et 829,39 cm ⁻¹ caractéristique du resvératrol [91] décalée dans l'extrait Rh à 1031 et 867 cm ⁻¹ , respectivement, et les AuNPs, AgNPs et Au@AgNPs sont également décalés, ce qui indique une complexation des molécules polyphénoliques de l'extrait de Rh avec des nanoparticules.

La figure 3a correspond à une micrographie STEM à champ clair représentative du système Au@AgNPs à faible grossissement (barre d'échelle de 100 nm). Un ensemble de nanoparticules sans agglomération et à géométrie majoritairement quasi-sphérique peut être observé. The same region is shown in dark field (HAADF) in Fig. 3b, and the core@shell structure can be observed, where can we distinguish Au-core looks more intense than Ag-shell, due to the difference in atomic number. Figure 3c and d corresponds to STEM higher magnification micrograph (scale bare 20 nm) of a nanoparticles group of system core@shell in a bright and dark field, respectively. Can be appreciated with clarity brilliant Au core and Ag shell lightly contrasted. These images show that the thickness of the Ag-shell varies between 3 and 5 nm. Additional file 1:Figure S4 corresponds to an individual images gallery where can be observed uniformity of Ag-shell.

Scanning Transmission Electron Microscopy at low magnification (scale bar 100 nm) of Au@AgNPs in Bright Field (a ) and HAADF (b ). A Small group of Au@AgNPs at higher magnification (scale bar 20 nm) in Bright Field (c ) and HAADF (d )

Figure 4a, c, and e corresponds to micrograph TEM of representative nanoparticles systems AuNPs, AgNPs, and Au@AgNPs, respectively. In all cases, nanoparticles have sphere-like morphology and are shown well separated from each other. This can be explained by the extract molecules onto nanoparticle surfaces, acting as spacers between them. Figure 4b, d, and f shows histograms corresponding to size distribution obtained by TEM and performed with 500 nanoparticles collected from 15 to 20 micrographs for each nanomaterial. The histogram presents Gaussian distribution with a mean size of 24 ± 4 nm (AuNPs), 13 ± 3 nm (AgNPs), and 36 ± 11 nm (Au@AgNPs). The discrepancy in values between DLS and TEM measurements with size distribution graph is due to conditions micro-environmental around the nanoparticles, while DLS shows a diameter for a system that includes metal, hydrated coating, and solvent by comparison in TEM measurements is a dry system where measurement is over metal only, in particular, in DLS the molecules used for complexation of nanoparticles (reducing agents and stabilizers) are dispersants that induce errors in sizing measurement and shifts it results to higher values [91].

TEM and size distribution of AuNPs in (a ) et (b ), AgNPs in (c ) et (d ), and Au@AgNPs in (e ) et (f )

Figure 5 corresponds to the Au@AgNPs HAADF-STEM micrographics. A single nanoparticle is shown in Fig. 5a with a gold nucleus and silver cover perfectly delimited, the atomic number (Z) changes through the interface Au@Ag, intensity variations can be quantified by HAADF-STEM [67].

Au@AgNPs HRTEM (a ). Magnification from (a ) of interface core–shell (b ). FFT plot with Miller index (c ) and integrated image from FFT (Inverse) with interplanar distance (d )

The red square region is amplified to obtain an HRTEM micrography of the shell portion (Fig. 5b), and then to verify the crystalline shell structure, the nanoparticle periphery region was analyzed (discontinued square) with the Digital Micrograph 3.0 software (Gatan). Fast Fourier Transform (FFT) image of the selected area was obtained (Fig. 5c). Using the Inverse Fast Fourier Transform was possible to estimate interplanar distances of 2.3 Å, 2.0 Å, and 1.4 Å in Fig. 5d. These distances can be assigned, respectively, to the crystalline planes (111), (200), and (220) of face-centered cubic (fcc) silver according to Inorganic Crystal Structure Database (ICSD) at the FIZ Karlsruhe–Leibniz Institute for Information Infrastructure, Germany or the electron crystallography software Jems (V 4-5430, JEMS-SAAS, Switzerland) [92]. A similar analysis of crystal structure by HRTEM was carried out for monometallic nanoparticles as illustrated in Additional file 1:Figures S5 (for AuNPs) and S6 (AgNPs). In both cases, crystal structure corresponds to face-centered cubic (fcc).

EDS chemical analysis shows the presence of both metals for a group of bimetallic Au@AgNPs observed by TEM (Fig. 6a) in proportions of the atomic weight percent 77% of Ag (shell) and 23% of Au (cores) (Fig. 6b). In comparison, a single bimetallic (Fig. 6c) Au@AgNPs has proportions around 80% of Ag (shell) and 20% of Au (core) (Fig. 6d). To estimate the gold and silver atomic percentage on core@shell nanoparticles (Au@Ag), a quasi-spherical geometry approximation of nanoparticles morphology was considered. The AuNPs average diameter obtained from TEM size distribution (\(\overline{D}_{{{\text{Au}}}} =24\;{\text{nm}}\)) was used for core volume estimation (V _Au ), and Au@AgNPs average diameter \(\left( {\overline{D}_{{{\text{Au}}@{\text{Ag}}}} =36\,{\text{nm}}} \right)\) for core@shell volume estimation \((V_{{{\text{Au}}@{\text{Ag}}}} )\). So, shell volume is determined as \(V_{{{\text{Ag}}}} =V_{{{\text{Au}}@{\text{Ag}}}} - V_{{{\text{Au}}}}\). Total atomic content of Au and Ag was calculated considering an fcc crystalline structure (4 atoms per unit cell) for booth metals where the Au and Ag lattice parameters are 4.0783 Å and 4.0862 Å, respectively [93]. Atomic content estimation by this procedure is 70% for Ag (Shell) and 30% Au (Core), which differs by 10% concerning the measurement obtained by EDS. Figure 7 shows a theoretical estimation of silver and gold content and how varies as the thickness of the shell increases and the size of the core is kept constant (\(\overline{D}_{{{\text{Au}}}} =24\;{\text{nm}}\)). It is observed that for Au@AgNPs with a diameter greater than 30.2 nm, the atomic content of silver exceeds the content of gold. In Supplementary Material, a detailed description of calculation is carried out to obtain atomic contents percentage. Similar estimations of atomic percentages were carried out considering other Au-core diameters and varying Au@AgNPs diameter (Additional file 1:Figure S7A-B).

TEM and EDS of an Au@AgNPs group (a , b ) with Au 23 and Ag 77% at. and single Au@AgNPs (c , d ) with Au 20 and Ag 80% at

Variations of atomic content percentage versus increase thickness shell, where diameter AuNPs (24 nm) was kept constant

Figure 8 corresponds to XRD patterns for AuNPs and AgNPs as well as bimetallic Au@AgNPs. All the synthesized products have fcc crystalline structure as previously reported in the characterization by electron microscopy. Peaks for Au@AgNPs are located at 2θ diffraction angles of 38.25°, 44.4°, 64.9°, 77.85°, and 81.25°. As can be appreciated in the figure, the AgNPs and AuNPs diffraction peaks are found in the same positions mentioned with a difference of ± 0.5°. This is because Au and Ag have very similar lattice constants, so their diffraction patterns for fcc crystal structure are almost identical [94,95,96]. In this way, the diffraction peaks in Fig. 8 are assigned, respectively, to the crystalline planes (111), (200), (220), (311), and (222) of the gold and silver fcc structure by JCPDS:4-0783 and 4-0784 [97].

X-ray Diffraction AuNPs (pink), AgNPs (brown), and Au@AgNPs (red)

Antimicrobial Activity

Monometallic (AgNPs, AuNPs) and bimetallic (Au@AgNPs) materials were tested at four different concentrations:1, 10, 50, and 100 μg/mL. Selected microorganisms to evaluate antimicrobial activity were yeast Candida albicans , Gram-positive bacteria S.aureus , and Gram-negative bacteria E. coli . Growth kinetics curves in a time-lapse of 24 h are shown in Fig. 9.

The growth curves using AuNPs, AgNPs, and Au@AgNPs like inhibitory treatments on Candida albicans (un –c ), Escherichia coli (d –f ), and Staphylococcus aureus (g –je )

Candida albicans

AuNPs show no effect on growth kinetics until 10 h (Fig. 9a), varying in a dose-dependent manner the absorbance reached at 24 h. Interestingly, with 50 µg/mL or more, the growth kinetic shows a steep negative slope from 10 h until reaching a 45% reduction at 24 h, which suggests an antifungal effect of these materials. This can be attributed to the ability of gold nanoparticles to interact with relevant proteins present in fungus such as H ⁺ -ATPase, affecting proton pump activity. This atrophying the ability of yeast to incorporate nutrients causing its death [61]. In Fig. 9b and c was observed that AgNPs and Au@AgNPs inhibit the growth of the yeast Candida albicans from 10 µg/mL. The determination of the MIC₅₀ concentration for both materials was estimated from the dose–response curve shown in Additional file 1:Figure S8. MIC₅₀ is defined as the concentration of nanoparticles that produces a 50% decrease in absorbance concerning the control (yeast without treatment). For AgNPs and Au@AgNPs, MIC₅₀ were 2.21 µg/mL and 2.37 µg/mL, respectively.

However, according to the EDS results (Fig. 9b), the silver content in Au@AgNPs is 64.85% mass. Thus, the concentration of silver in Au@AgNPs for MIC₅₀ is 1.53 µg/mL, 30% lower than in the case of AgNPs. Padmos et. Al. have demonstrated that silver nanoparticles possess important antibacterial features, but are cytotoxic by mammalian cells this effect has reduced using bimetallic nanoparticles especially using gold in the core of bimetallic nanoparticles [35].

Escherichia coli

In Fig. 9d, AuNPs do not show significant inhibition (< 15%) or affect the growth kinetics of E. coli . For AgNPs (Fig. 9e) at low concentrations, the Lag phase remains unchanged, but there is a marked decrease in growth ratio indicated by the slope decrement. At 50 µg/mL Lag phase lasts up to 16 h and viability reaches a maximum of 20% at 24 h. For 100 µg/mL, an apparent detachment of the growth phase of the microorganism is not observed. In Au@AgNPs (Fig. 9f), the first two concentrations do not show changes in their growth phase, but a phase delay of up to 2 h is observed compared to the control. It is interesting to note that the lag phase lasts up to 21 h for the 50 µg/mL concentration, finally there is no explicit growth behavior for the 100 µg/mL concentration.

Staphylococcus aureus

A comparative analysis of lag phase regrowth occurred after 12 h for Au (Fig. 9g), Ag (Fig. 9h), and Au@AgNPs (Fig. 9i) in the case of S. aureus at 50 µg/mL. For the highest concentration at 100 µg/mL, there is no growth of the bacteria. Additionally, we observe changes in the slope of respect control for Au, Ag, and Au@AgNPs at 1 and 10 µg/mL.

AuNPs interaction with these Gram-positive bacteria could be due to the charged surface that causes an electrostatic interaction, destabilizing membrane structure. Similar results, but with higher NPs concentrations, are reported for AuNPs synthesized using Ananas comosus fruit extract as reducing agent [98] and blue-green alga Spirulina platensis protein [99]. Yang et al. show MIC > 500 µg/mL for S. aureus (CMCC(B)26003), our AuNPs has shown inhibition with 10 times less concentration; in this case, a critical synergy exists with polyphenols molecules on coating and stabilizing the surface of nanoparticle [100]. ROS is generated of less to higher intensity [101] by AuNPs, polyphenols (plant extracts), and AgNPs, so AuNPs in synergy with resveratrol and epigallocatechin gallate (EGCG) promote antibacterial response over S. aureus [102] had the most feasible mechanism in this case. Penders et al. reported 250 and 500 µg/mL of AuNPs-like antibacterial agents over S. aureus increases in bacterial growth lag time and antibacterial effect [61, 98, 99].

We believe that inhibition is caused by AgNPs [103] accumulation and diffusion on bacteria related to NPs surface charges that promote electrostatic interactions [104] with the bacteria's membrane leading to higher penetration and damage. We think this is a similar mechanism described for interactions between E. coli biofilms and AgNps [105].

For Au@AgNPs, the obtained results are comparable to those reported by other workgroups [100, 101]; however, different authors suggest that the inhibition of the growth of the microorganisms is directly related to the thickness of the shell [100, 101]. Core–shell NPs showed low cytotoxicity when tested in NIH-3T3 fibroblasts cells (normal mammalian cells) [35]. A lower proportion of silver in the shell of the Au@AgNPs shows similar results to AgNPs [100], and Au core potentializes antibacterial effect, and minimizes the cytotoxicity.

Curves Growth Analyzed by the Modified Gompertz Model

To know how the growth ratios (µ ) and Lag phase (λ ) are quantitatively modified, the growth curves of microorganisms exposed to different concentrations of nanomaterials (Fig. 10) were adjusted by the Gompertz model (Eq. 2).

Kinetic parameters were obtained by the Gompertz model. Growth Rate µ and Time Lag Phase \(\lambda\) for S. aureus (un , b ) and E. coli (c , d )

In Fig. 10a, it can be seen that all nanomaterials produce a decrease in the replication rate of S. aureus populations when the concentration of nanoparticles increases. This effect results in slightly higher sensitivity for AuNPs. At a concentration of 50 µg/mL, the growth ratio is only 30% concerning control (Additional file 1:Tables S1-S24); at a concentration of 100 µg/mL, all materials inhibit the growth of the S. aureus population. The behavior of the adaptive phase for S. aureus with the different treatments is shown in Fig. 10b. It is observed that there are no significant differences in the material used, and at 50 µg/mL, the Lag phase has increased by almost 5 times compared to the adaptive phase of S. aureus (Additional file 1:Tables S1-S24). In general, we can establish that the different nanomaterials evaluated in S. aureus reduce the replication rate and postpone the adaptive phase in a dose-dependent manner until its inhibition at 100 µg/mL.

Figure 10c clearly shows that AuNPs do not affect the growth ratio µ of E. coli bactéries. Meanwhile, AgNPs produce a decrease over µ , reaching a minimum value corresponding to 19% to the control (µ for E.coli without treatment) for 50 µg/mL (see Additional file 1:Table S52). In contrast, Au@AgNPs completely inhibit the E. coli growth at 100 µg/mL. Analysis of the behavior of E. coli Lag phase exposed to different materials is shown in Fig. 10d. In this case, unlike Fig. 10b, each material has a characteristic response. Thus, AuNPs do not generate any modification in the adaptive phase of E. coli , while AgNPs and Au@AgNPs have a dose-dependent effect on the Lag phase, the latter material standing out. Thus, we can establish that AuNPs have no appreciable effect on E. coli bacteria, and Au@AgNPs can inhibit replication and, therefore, indefinitely postpone the Lag phase of E. coli . Interestingly, this effect is not achieved for AgNPs even though the net silver content is higher than in Au@AgNPs. This suggests that the core@shell presentation of both metals produces a synergy that favors antimicrobial activity. Feng et. Al. have reported an electron compensation phenomena from Au to Ag in core–shell and alloy structures, which derive in enhance the cytotoxicity of nanoparticles but kept it the antibacterial properties, that means, a synergy between Au and Ag are assumed, due to observed differences between the monometallic and bimetallic materials [106], but more research is necessary.

Figure 11 shows the results of the direct count study of colonies of microorganisms exposed to nanomaterials. In general, the behavior of the microorganism populations reproduces the results obtained from the growth kinetics study (Fig. 7a, e, i). For example, in Fig. 11a, the population of microorganisms (represented logarithmically) decreases significantly only at 19 h where AuNPs have killed 92% of C. albicans . Interestingly, for nanoparticles containing silver (Fig. 11b, c) a more pronounced population decline is observed. Au@AgNPs system at 50 µg/mL, almost entirely inhibits S. aureus at 7 h (99.5% of bacteria killed) although microorganism reactivates its growth for later times. MBC determination was not possible to obtain for tested concentrations (Additional file 1:Figure S9-11), according to experimental observation higher concentrations are required to show this effect. However, for C. albicans , AgNPs showed an MBC value of 50 µg/mL (Additional file 1:Table S55).

Effect of nanoparticles over microorganisms growth C. albicans exposed to AuNPs (a ), E. coli exposed to AgNPs (b ), and S. aureus exposed to Au@AgNPs (c ). All microorganisms were exposed at 50 µg/mL nanoparticles concentration

Conclusions

For the first time, the production of gold nanoparticles and core@shell (Au@Ag) is reported using a Rumex hymenosepalus root extract as a reducing agent. To obtain Au@AgNPs is proposed a two-step sequential method that produces particles with moderate polydispersity and homogeneous silver shell. Determination of the growth curves and their parameters obtained through the Gompertz model indicate different effects of the nanomaterials on evaluated microorganisms. Inhibitory effects of AuNPs over S. aureus are reached at a concentration of 5 times less to report for other AuNPs synthesized by different processes. This reveals the importance of the synthesis process followed and the environment on the surface of the nanoparticles. On the other hand, AgNPs and Au@AgNPs produce a great growth of the lag phase (> 12 h). However, bacteria can adapt and initiate their growth at these sub-inhibitory concentrations with the consequent risk of generating resistance to these nanomaterials. This highlights the importance of conducting growth kinetic studies that cover an appropriate period to discard a delayed growth. Interestingly, Gompertz's analysis indicates that Au@AgNPs present a higher effect on the growth kinetic of microorganisms than shown by monometallic nanoparticles, which can be attributed to a synergistic effect of both metals on the core@shell structure. Bactericidal effects are only achieved in C. albicans exposed to AgNPs. More experiments must be carried out on higher concentration ranges of these nanomaterials (> 200 µg/mL) to determine their MBC on the studied microorganisms.

Disponibilité des données et des matériaux

All data generated or analyzed during this study are included in this article and its supplementary information file.

Abréviations

AuNPs:

Nanoparticules d'or

AgNPs:

Nanoparticules d'argent

Au@AgNPs:

Gold–silver bimetallic nanoparticles with core@shell structure

DLS :

Diffusion dynamique de la lumière

EDS :

Spectroscopie à rayons X à dispersion d'énergie

EGCG:

Epigallocatechin gallate

FTIR :

Fourier transform infrared spectrometer

HAADF :

High angle annular dark field images

MBC:

Minimal bactericidal concentration

MIC :

Concentration minimale inhibitrice

Rh:

Rumex hymenosepalus Root extract

TEM :

Microscopie électronique à transmission

STEM:

Scanning transmission electron microscope

UV-Vis :

Spectroscopy ultraviolet–visible spectroscopy

XPS :

Spectroscopie photoélectronique aux rayons X

XRD :

Diffraction des rayons X