Nanoparticules chargées de curcumine avec transformation de phase induite par ultrasons focalisés de faible intensité en tant que nanoplate-forme théranostique ciblée sur la tumeur et sensible au pH du cancer de l'ovaire

Introduction

Le cancer de l'ovaire est une maladie hautement métastatique et mortelle avec un taux de mortalité élevé [1, 2]. Comme les premiers symptômes cliniques ne sont pas évidents, les cellules tumorales sont déjà devenues hautement métastatiques lorsque la plupart des patients sont diagnostiqués [3]. Les traitements couramment utilisés en clinique sont la chirurgie cytoréductrice combinée et la chimiothérapie, et le taux de survie à 5 ans des patients à un stade avancé de la maladie est très faible [4]. Par conséquent, il est urgent de développer de nouvelles stratégies pour le traitement et le diagnostic du cancer de l'ovaire afin d'améliorer la survie globale des patientes. Récemment, une nanoplate-forme qui combine des fonctions de thérapie ciblée et de diagnostic d'imagerie a fourni une stratégie de traitement alternative pour le traitement efficace des tumeurs [5,6,7].

Ces dernières années, la nanoplateforme à réponse acoustique (ARN) a été largement utilisée dans le traitement des tumeurs et la recherche diagnostique [8, 9]. L'ARN est généralement conçu comme des modèles de microbulles (MB) ou de nanoparticules (NP) [10,11,12]. Par rapport aux MB, les NP ont une taille de particule plus petite, une perméabilité plus élevée, un cycle pharmacocinétique plus long, une meilleure stabilité et une capacité de modification de surface plus facile [13]. Différents types de fluorocarbures liquides à phase transformable, tels que le perfluoropentane (PFP), le perfluorohexane (PFH) et le bromure de perfluorooctyle (PFOB), sont couramment utilisés pour obtenir une réactivité acoustique [14,15,16,17,18,19]. Ces fluorocarbures liquides pourraient produire des bulles, voire des éclats, via des effets de vaporisation acoustique de gouttelettes (ADV) sous stimulation ultrasonore focalisée externe. Ce processus fournit à l'ARN des capacités de contraste ultrasonore améliorées. Parmi ces fluorocarbures liquides, le PFP a un point d'ébullition bas (29,2 °C) et est sujet à la gazéification dans le corps, entraînant une embolie gazeuse ; Le PFOB a un point d'ébullition très élevé (144 °C) et nécessite des ultrasons d'ultra-haute intensité pour déclencher des changements de phase liquide-vapeur. Par conséquent, le PFH est considéré comme un matériau de transformation de phase idéal avec un point d'ébullition de 56 °C. Cependant, le PFH est hydrophobe, et c'est une bonne idée de l'encapsuler à l'intérieur des nanoparticules pour le rendre soluble dans l'eau. À l'heure actuelle, divers matériaux, tels que les liposomes, le PLGA, les mésoporeux organiques, les polymères organiques, etc., ont été décrits pour encapsuler les fluorocarbures liquides [20,21,22,23,24]. Dans le même temps, ces supports peuvent être chargés de médicaments anticancéreux pour permettre à l'ARN d'avoir des fonctions chimiothérapeutiques et de montrer la capacité de libération de médicaments à commande acoustique [16, 19]. Bien qu'il ait été rapporté que ces nanoplates-formes acoustiquement sensibles présentent de bonnes capacités de diagnostic des tumeurs et d'intégration de traitement, la biocompatibilité des nanosupports est toujours une préoccupation pour la transformation clinique. Ces dernières années, les nanocages de ferritine sans fer ont été largement utilisées comme véhicules d'administration de médicaments car ce sont des protéines endogènes et ont une sensibilité significative au pH [25,26,27]. Ils peuvent se décomposer dans des environnements acides et se réassembler dans des environnements alcalins. Cela rend la ferritine hautement biocompatible et lui confère une capacité de charge et de libération contrôlée du médicament.

Dans cette étude, la ferritine a été utilisée comme support pour charger à la fois la PFH et la curcumine (Cur) et modifier la molécule de ciblage spécifique à la tumeur FA sur la surface de la protéine pour obtenir une nanoplateforme multifonctionnelle (FA-FCP). La curcumine est un polyphénol naturel, qui est extrait du curcuma et aurait des effets anticancéreux favorables; cependant, sa solubilité dans l'eau est faible [28,29,30,31]. Le FA-FCP améliore la solubilité dans l'eau du PFH et du Cur, présente une stabilité physiologique élevée dans différents milieux et présente une biocompatibilité et une biosécurité favorables in vivo et in vitro. Dans les conditions de LIFU et à pH =5,0, le FA-FCP libère une grande quantité de médicaments en 24 h (53,2%). Après 4 min de traitement LIFU (7 W), FA-FCP à pH =5,0 fournit une imagerie échographique à contraste amélioré. En raison de l'endocytose médiée par les récepteurs FA, FA-FCP peut facilement pénétrer dans les cellules et se déplacer dans les lysosomes. Dix-huit heures après l'injection de FA-FCP, le site tumoral a été stimulé par LIFU, et la tumeur a montré une imagerie échographique à contraste amélioré. Des expériences in vivo et in vitro ont montré que le FA-FCP a un effet significatif sur le traitement des tumeurs. Ces résultats ont démontré que l'avantage d'un ciblage non invasif médié par un ligand/récepteur, une transition de phase déclenchée par LIFU, ou même le dynamitage, et une libération précise de médicament font de FA-FCP une nanoplateforme de théranostic tumoral prometteuse.

Matériaux et méthodes

Matériaux

La ferritine (FRT), l'acide folique (FA) et le perfluorohexane (PFH) ont été achetés auprès de Sigma (St. Louis, MO, USA). La curcumine (Cur) a été achetée auprès d'Aladdin Industrial Corporation (Shanghai, Chine). NH₂ -PEG₂₀₀₀ -FA et NH₂ -PEG₂₀₀₀ -COOH ont été fournis par Xi'an Ruixi Biotechnology Co., Ltd (Chine). 1-éthyl-3-(3-diméthylaminopropyl) carbodiimide (EDC) et N -hydroxysuccinimide (NHS) ont été achetés auprès de Thermo Fisher Scientific (Waltham, MA, USA). Le Cell Counting Kit-8 (CCK-8) a été obtenu auprès de Dojindo Laboratories (Kumamoto, Japon). Le milieu Eagle modifié de Dulbecco (DMEM), la solution saline tamponnée au phosphate (PBS), la pénicilline-streptomycine, la trypsine-EDTA et le sérum de veau fœtal (FBS) ont été achetés auprès de Gibco (Grand Island, NY, États-Unis).

Préparation du FA-FCP

Afin de préparer FA-FCP, tout d'abord, 10 mg de FRT ont été dissous dans 10 ml d'eau. Un total de 10 mg de Cur a été dissous dans 0,3 ml de DMSO. Les deux types de solutions et 1 ml de PFH ont été mélangés dans des conditions de pH 5,0 et dans un bain de glace pendant 30 minutes aux ultrasons. Après cela, la valeur du pH du mélange a été ajustée à 7,4 pour obtenir le FRT chargé de Cur et de PFH (FCP). Deuxièmement, la molécule cible FA a été conjuguée de manière covalente avec FCP par la méthode carbodiimide [8]. En bref, 5 mg NH₂ -PEG₂₀₀₀ -FA a été ajouté dans la solution de FCP ci-dessus en présence d'EDC (5µmg/ml) et de NHS (20µmg/ml). Après 3 h de réaction à température ambiante sous légère agitation, le mélange a été purifié par dialyse contre de l'eau distillée (PM seuil =12 kDa) pendant 24 h, résultant en un FCP conjugué FA (FA-FCP). Le rapport de charge Cur a été détecté par un spectrophotomètre UV-Vis à 426 nm et calculé comme (A_a −A_b )/A_c , où A_a , A_b et A_c représentent respectivement le poids du FA-FCP, du FA-FP et du FA-FP.

Caractérisations

Les tailles et les potentiels zêta des nanoparticules ont été testés par un Zeta Sizer (Malvern, NanoZS, UK). La morphologie des nanoparticules a été observée par microscopie électronique à transmission (MET, Hitachi, Japon) et microscopie à force atomique (AFM, Agilent Technologies 5500LS, Chandler, Arizona). L'absorption cellulaire des nanoparticules a été détectée par microscopie confocale à balayage laser (LEXT OLS4100, Olympus, Japon) et par cytométrie en flux (BD, Franklin Lakes, NJ). Les spectres d'absorption ont été acquis par un spectrophotomètre UV-Vis (UV1800, Shimadzu, Japon).

Culture cellulaire et modèle animal

La lignée cellulaire de cancer de l'ovaire humain SK-OV-3 a été fournie par l'Institut de biologie cellulaire de Shanghai, Académie chinoise des sciences. Les cellules ont été cultivées dans des milieux DMEM contenant 10 % de sérum bovin fœtal et 1 % de solution pénicilline-streptomycine dans 5 % de CO₂ à 37°C.

Des souris nudes Balb/c (femelles, environ 5 semaines) ont été fournies par Vital River Laboratory Animal Technology Co., Ltd. (Pékin, Chine). Pour le modèle de tumeur SK-OV-3, 1 × 10 ⁶ les cellules ont été injectées dans la région arrière droite des souris par voie sous-cutanée. Toutes les procédures expérimentales ont été effectuées conformément aux directives pour le soin et l'utilisation des animaux de laboratoire de l'Académie des sciences médicales du Sichuan et ont été approuvées par le comité d'éthique de l'Académie des sciences médicales du Sichuan.

Libération de courant déclenchée par pH/LIFU

La solution aqueuse de FA-FCP a été divisée en quatre portions et chargée dans un sac de dialyse (PM 5000). Ils ont ensuite été dialysés dans 10 ml de solution de PBS ayant un pH de 5,0 et 7,4, respectivement. Après 3 h, la solution aqueuse a été traitée avec ou sans LIFU (7 W, 5 min) (cycle d'utilisation de 50 %, mode d'onde de pouls et la procédure suivante est restée cohérente). À un moment précis, 1 ml de dialysat a été retiré et une solution témoin à volume égal et à pH égal a été ajoutée. Le dialysat a été prélevé et mesuré par un spectromètre UV-Vis, et la concentration de Cur a été calculée.

Propriétés ADV et fonction d'imagerie américaine de FA-FCP

FA-FCP dans des conditions de pH =5,0 et 7,4 ont été irradiés avec différentes puissances de LIFU (5, 6, 7 W) et pour un total de temps différent (3, 4 et 5 min) dans le modèle de gel d'agarose, puis les images américaines ont été observé par un équipement américain (Esaote Mylab 90, Italie) avec une fréquence de 5 à 12 MHz et un indice mécanique (MI) de 0,06. L'intensité américaine de la région d'intérêt dans l'image américaine a été analysée par le logiciel ImageJ.

Capacité de ciblage de FA-FCP

Pour démontrer la capacité de ciblage de FA-FCP in vitro, le FITC a été utilisé pour marquer les nanoparticules. Brièvement, 1µmg de FITC a été dissous dans 1µml de DMSO puis mélangé avec FCP et FA-FCP pendant 30µmin sous agitation douce. Ensuite, la solution mélangée a été dialysée pendant la nuit dans de l'eau déminéralisée pour éliminer le FITC et le DMSO libres pour obtenir des nanoparticules marquées au FITC. Les cellules ont été cultivées pendant 24h, puis les nanoparticules marquées FITC ont été ajoutées dans les plaques de culture pour une incubation de 3h. Ensuite, les cellules ont été lavées trois fois avec du PBS puis colorées au DAPI pendant 5 min, lysotracker rouge pendant 10 min, fixées avec du paraformaldéhyde à 4% pendant 15 min. Enfin, les cellules ont été observées au microscope confocal à balayage laser. Les signaux statistiques de fluorescence à l'intérieur des cellules ont été mesurés et analysés par cytométrie en flux.

Circulation sanguine et accumulation tumorale de FA-FCP

Le Cur libre et le FA-FCP (avec la même concentration de Cur) ont été injectés par voie intraveineuse à des souris normales. Et puis, le sang de souris dans divers groupes a été collecté à différents moments du plexus orbital et a été dissous dans un tampon de lyse. La concentration de Cur dans le sang de ces groupes traités a été déterminée par les spectres d'absorbance de Cur de chaque échantillon de sang solubilisé à l'aide d'un spectromètre UV-Vis et a été définie comme le pourcentage de dose injectée par gramme de tissu (ID%/g).

La teneur en FA-FCP dans la tumeur a été réalisée chez des souris porteuses de tumeur. Après 0, 1, 6, 12, 18 et 24 h d'injection intraveineuse du FA-FCP, les tissus tumoraux ont été collectés, pesés et digérés par une solution d'eau régale pendant 24 h. La concentration de Cur dans le sang de ces groupes traités a été déterminée par les spectres d'absorbance de Cur de chaque tissu tumoral solubilisé par un spectromètre UV-Vis et a été définie comme le pourcentage de dose injectée par gramme de tissu (ID%/g).

Efficacité anticancéreuse in vitro et in vivo

Pour une efficacité anticancéreuse in vitro, les cellules ont été traitées PBS, Cur, FA-FCP, FCP + LIFU et FA-FCP + LIFU (à la même dose de Cur de 5 mg/kg) pendant 3 h, puis ont été irradiées par LIFU ( 5 min, 7 W). Les cellules traitées ont été incubées pendant 21 heures supplémentaires. Après cela, la viabilité des cellules traitées a été détectée par le test CCK-8.

Pour l'efficacité anticancéreuse in vivo, les souris porteuses de tumeurs ont été réparties au hasard en cinq groupes (n =6), puis ont été injectés par voie intraveineuse avec une solution saline (témoin), du Cur libre, FA-FCP, FCP + LIFU et FA-FCP + LIFU, respectivement. Pendant 24 jours de traitement, le volume tumoral et le poids corporel des souris ont été contrôlés tous les 3 jours. La taille de la tumeur a été détectée par un pied à coulisse. Le volume tumoral =longueur × largeur ² /2. Le changement de croissance tumorale a été montré par les volumes tumoraux relatifs qui ont été calculés comme V/V₀ , où V₀ représente le volume tumoral initial.

Évaluation de la biosécurité

Les cellules SK-OV-3 ont été ensemencées dans une plaque de 96 puits à la densité de 1 × 10 ⁴ cellules/puits et laissés se fixer pendant 24  h. Différentes concentrations (0, 20, 40, 100, 200 et 500 µg/ml) de FA-FRT-PFH ont été cultivées avec des cellules SK-OV-3. Après 24h de traitement, les cellules ont été traitées par des milieux DMEM contenant 10 % de CCK-8 pendant 20 min dans un incubateur. L'absorbance des cellules à une longueur d'onde de 450  nm a été détectée par un lecteur de plaques multimode (Thermo Scientific) pour caractériser la viabilité cellulaire. En outre, les principaux organes, notamment le cœur, le foie, la rate, les poumons et les reins de souris saines 25 jours après l'injection de FA-FCP ont été collectés et analysés par coloration à l'hématoxyline et à l'éosine. Les images de coloration HE ont été observées à l'aide d'une microscopie optique.

Analyse statistique

Toutes les données ont été présentées sous forme de moyenne ± écart type. Les données statistiques ont été traitées avec le logiciel SPSS 22.0. Le t de l'étudiant test a été effectué pour déterminer la signification statistique entre les deux groupes. P <0,05 représente une différence significative.

Résultats et discussion

Préparation et caractérisations du FA-FCP

Le schéma 1 illustre la synthèse de FA-FCP et son application dans l'imagerie par ultrasons tumoraux (US) et la chimiothérapie US combinatoire in vitro et in vivo. L'agent théranostique multifonctionnel FA-FCP a été préparé par une méthode d'auto-assemblage simple et biocompatible. Les images TEM et AFM de FA-FCP montrent une structure sphérique (Fig. 1a, en médaillon et fichier supplémentaire 1 :Figure S1). L'analyse DLS a montré que le FA-FCP avait un diamètre moyen d'environ 47 nm et un potentiel zêta moyen de -37 mV dans l'eau (Fig. 1a et b). Après 4 semaines dans l'eau, une solution saline tamponnée au phosphate (PBS), une solution saline et du FBS, le FA-FCP a affiché une stabilité de taille (Fig. 1c), indiquant que le FA-FCP préparé avait une stabilité physiologique favorable, probablement en raison du revêtement PEG et la nature du FRT [32]. Le spectre UV-vis-NIR de FA-FCP a affiché le pic d'absorption de Cur, démontrant l'existence de Cur dans FA-FCP. Le taux de charge en Cur était de 125,8 ± 2,1 %.

Représentation schématique de la méthode d'assemblage, du processus de synthèse et de l'application théranostique du FA-FCP.

La caractérisation de FA-FCP. un Distribution de taille de FA-FCP. L'encart est l'image TEM de FA-FCP. b Potentiel zêta du FA-FCP. c Changement de taille du FA-FCP dans l'eau, le tampon phosphate salin (PBS), le sérum physiologique et le sérum bovin fœtal (FBS) en 28 jours. d La courbe d'absorption UV-Vis-NIR du Cur libre (50 μg/ml) et du FA-FCP (40 μg/ml).

La figure 2 montre le profil de libération de Cur de FA-FCP dans différentes conditions de pH avec ou sans LIFU. Sans irradiation LIFU, Cur libéré à pH =5,0 était d'environ 30 % sur 24 h, ce qui était significativement plus élevé qu'à pH =7,4 (5,3 %). Cependant, sous LIFU (7 W, 4 min), le Cur libéré aux conditions de pH =5,0 et de pH =7,4 a montré une forte augmentation. Cependant, comparé au Cur libéré à pH =7,4, le Cur libéré à pH =5,0 (50 %) était évidemment plus élevé sur 24 h. Cette caractéristique rend FA-FCP très utile dans le microenvironnement tumoral. L'excellente libération de médicament est attribuée à (1) FRT dans des conditions acides pourrait désassembler et ouvrir la nanocage pour libérer le Cur chargé; (2) LIFU a induit la transition de phase instantanée qui a permis à Cur de s'échapper régulièrement de la coque poreuse expansée.

Libération cumulative médicamenteuse de FA-FCP dans du PBS (pH =5,0/7,4) à 37 °C avec ou sans LIFU après 3 h. **p <0,01, par rapport aux autres groupes

Effet ADV In Vitro de FA-FCP

Le FA-FCP a été exposé au LIFU avec une puissance de 5, 6 et 7 W, respectivement, et une durée de 3–5 min à pH =7,4 ou 5,0 pour évaluer les meilleures conditions de puissance et de durée de LIFU et de valeur de pH . L'intensité US représente l'effet ADV. Selon les images américaines (Fig. 3a et b) et les valeurs moyennes des niveaux de gris dans les images US (Fig. 3c et d), l'effet ADV a présenté une tendance dépendante du temps/de la puissance à pH =7,4, qui a culminé à un paramètre de 7 W pendant 5 min. Cependant, à pH =5,0, l'effet ADV a culminé à un paramètre de 7 W pendant 4 min. Lorsque le paramètre était inférieur à 5 W pendant 3 min, il n'y avait pas suffisamment de bulles déclenchées pour optimiser les images US ; cependant, une fois que le paramètre a dépassé 7 W pendant 4 min, la plupart des bulles générées se sont effondrées et ont progressivement disparu. Les résultats ci-dessus ont indiqué qu'une certaine stimulation était essentielle pour éveiller l'effet ADV du FA-FCP, qui était une puissance de 7 W et une durée de 4 minutes à pH =5,0.

un et b Images américaines de FA-FCP mélangé avec du gel d'agarose à différentes durées et puissances de LIFU à pH 5,0/7,4. c et d Les données statistiques correspondantes du signal américain dans les Fig. 3a et b

La capacité de ciblage de FA-FCP

Un colorant classique à petites molécules, le FITC, a été utilisé pour marquer les nanoparticules. Comme le montre le fichier supplémentaire 1 :Figure S2, l'intensité de fluorescence du FCP et du FA-FCP marqués au FITC à la même concentration n'a montré aucune différence significative, indiquant que la différence de quantité de FITC marquée sur le FCP et le FA-FCP pourrait ne pas influencer la cellule expérience d'absorption. Les images de fluorescence et l'analyse FCM ont montré que certains FCP pouvaient pénétrer dans les cellules avec un taux d'absorption de 19,5% (Fig. 4a et b), peut-être parce que la surface de la cellule contient des récepteurs de ferritine qui favorisent l'internalisation du FCP. Après conjugaison avec FA, FA-FCP a montré un signal de fluorescence élevé dans les cellules avec 44,3 % de taux d'absorption et un effondrement du taux d'absorption (13,8 %) lorsque les cellules étaient prétraitées avec de l'AF libre (Fig. 4a et b). Les résultats ci-dessus ont indiqué que la conjugaison FA augmentait largement le taux d'absorption de FA-FCP par l'effet d'endocytose médiée par les récepteurs FA.

un Les images de fluorescence confocale des cellules traitées avec du FITC libre et des FCP marqués FITC, FA-FCP + FA et FA-FCP. Les couleurs verte et bleue représentaient respectivement la fluorescence FITC et DAPI. Barre d'échelle =60 um. b Les données statistiques du signal de fluorescence FITC à l'intérieur des cellules traitées avec du FITC libre et du FCP marqué FITC, FA-FCP + FA et FA-FCP par FCM. **p <0,01, par rapport aux autres groupes. c Les images de fluorescence confocale des cellules traitées avec FA-FCP marqué FITC et lyso-tracker rouge. Les couleurs verte, bleue et jaune représentaient respectivement la fluorescence fusionnée FITC, DAPI et verte/bleue. Barre d'échelle =60 um

De plus, la localisation des organites de FA-FCP a été étudiée à l'aide d'un colorant spécifique aux lysosomes (Lyso-Tracker Red). Comme le montre la figure 4c, les cellules traitées par FA-FCP et Lyso-Tracker Red présentaient une forte fluorescence verte et rouge dans le cytoplasme, respectivement. Après la fusion du vert et du rouge, une fluorescence jaune intense était visible dans le cytoplasme, indiquant que le FA-FCP pouvait se déplacer vers les lysosomes (pH 5,0), ce qui était bénéfique pour déclencher la libération du médicament dans les cellules.

Circulation sanguine et accumulation tumorale de FA-FCP

Comme le montre la figure 5a, la demi-vie du FA-FCP était d'environ 7,31 h (une augmentation de 8 fois), par rapport à celle du Cur libre, probablement en raison du revêtement PEG et de l'encapsulation FRT. Cette demi-vie prolongée du FA-FCP dans la circulation sanguine est bénéfique pour améliorer la rétention des médicaments dans la circulation systémique, facilitant l'accumulation de médicaments sur les sites tumoraux [32, 33]. De plus, l'accumulation dynamique de Cur et de FA-FCP libres dans la tumeur de 0 h à 24 h après l'injection de la nanoparticule est illustrée à la figure 5b. Comme on peut le voir, le FA-FCP a montré l'accumulation la plus élevée de 18 h et le Cur libre a montré l'accumulation la plus élevée d'environ 1 h après l'injection. Ces résultats indiquent que par rapport au Cur libre, le FA-FCP avait une performance d'accumulation significativement plus élevée dans le tissu tumoral, probablement en raison de la perméabilité et de la rétention améliorées (EPR) et de l'effet de ciblage actif médié par le récepteur FA [34, 35].

un La circulation sanguine du Cur libre et du FA-FCP après injection chez la souris. b La teneur en Cur et FA-FCP libres dans le tissu tumoral après injection dans des souris porteuses de tumeurs. **p <0,01, par rapport aux autres groupes

Imagerie américaine In Vivo

Les tumeurs de souris nude traitées en quatre groupes (contrôle blanc + LIFU, FCP + LIFU, FA-FCP + LIFU, FA-FCP sans LIFU) ont été observées avec ou sans exposition au LIFU (7 W, 4 min) pour explorer davantage le potentiel ADV de FA-FCP in vivo. Comme le montre la figure 6a, aucun signal US évident n'a été observé à l'intérieur de la tumeur sous irradiation LIFU dans le groupe témoin. À 18 h après les injections, un signal US significativement plus fort a été observé à l'intérieur de la tumeur dans le groupe FA-FCP + LIFU par rapport aux groupes avec FCP + LIFU et FA-FCP sans LIFU (Fig. 6a et b). Les résultats ont démontré que FA-FCP + LIFU pouvaient améliorer le contraste d'imagerie US de la tumeur.

un Images américaines de tumeur dans le contrôle + LIFU, FCP + LIFU, FA-FCP + LIFU et FA-FCP sans groupes LIFU, respectivement. b Les valeurs moyennes quantitatives en niveaux de gris des images américaines du site tumoral dans différents groupes. **p <0,01, par rapport aux autres groupes

Thérapie anticancéreuse in vitro et in vivo

La cytotoxicité in vitro du FA-FCP a été étudiée par le test CCK-8. Comme le montre la figure 7a, la viabilité cellulaire de tous les groupes affichait un motif dépendant de la concentration en Cur. Sans LIFU, par rapport au Cur libre, le FA-FCP a montré une inhibition plus élevée de la viabilité cellulaire à toutes les concentrations, probablement en raison de l'effet de ciblage du FA. Cependant, l'inhibition de la viabilité cellulaire de FA-FCP + LIFU était significativement plus élevée que celle de FP + LIFU, FCP + LIFU et FA-FCP sans LIFU, indiquant que FA-FCP combiné à l'irradiation LIFU offrait une meilleure efficacité anti-tumorale. Ce résultat était principalement dû à la présence de LIFU et de l'environnement acide du lysosome, qui pourraient tous deux induire la libération de médicament et l'effet de cavitation, et l'effet cible des cellules tumorales médiées par l'AF [36,37,38].

un Viabilité cellulaire des cellules SK-OV-3 incubées avec différentes concentrations de Cur, FP + LIFU, FA-FCP, FCP + LIFU et FA-FCP + LIFU. b Volume tumoral relatif des souris nudes porteuses de tumeurs dans les groupes témoins, Cur, FP + LIFU, FA-FCP, FCP + LIFU et FA-FCP + LIFU, respectivement. **p <0,01, par rapport aux autres groupes. c Poids tumoral post-traitement des souris nudes porteuses de tumeurs dans les groupes témoins, Cur, FP + LIFU, FA-FCP, FCP + LIFU et FA-FCP + LIFU, respectivement. **p <0,01, par rapport aux autres groupes. d Poids corporel des souris nudes porteuses de tumeurs dans les groupes témoins, Cur, FP + LIFU, FA-FCP, FCP + LIFU et FA-FCP + LIFU, respectivement.

L'effet anticancéreux in vivo du FA-FCP a été étudié plus avant avec des souris nudes porteuses de tumeurs. Selon le résultat de l'accumulation tumorale du FA-FCP, la LIFU a été réalisée 18 h après l'injection intraveineuse d'échantillons tous les 2 jours pendant trois fois au total à partir du premier jour. Comme le montrent les figures 7b et c, le volume relatif de la tumeur dans le groupe FA-FCP + LIFU a significativement diminué par rapport aux groupes témoins, Cur, FA-FCP, FP + LIFU et FCP + LIFU après 24 jours de traitement. Le poids tumoral dans les groupes FA-FCP et FCP + LIFU était significativement inférieur à celui des groupes contrôle et Cur, alors qu'il était encore plus inhibé dans le groupe FA-FCP + LIFU. Au cours du traitement, il n'y avait pas eu de perte significative de poids corporel dans ces groupes (Fig. 7d). L'effet anti-tumoral brillant du FA-FCP combiné au LIFU était principalement dû à l'agrégation de ciblage du FA-FCP dans la capacité de libération de médicaments répondant à l'acoustique/au pH [39, 40, 41]. De plus, cette efficacité thérapeutique anti-tumorale améliorée du FA-FCP + LIFU pourrait s'expliquer par la clairance retardée des nanoparticules au niveau du site tumoral en raison de la demi-vie prolongée du FA-FCP dans la circulation sanguine [42].

Biocompatibilité In Vitro et In Vivo

Les biocompatibilités in vitro et in vivo de FA-FCP ont été évaluées par dosage CCK-8 et analyse de coloration H&E. Comme le montrent les figures 8a et b, la viabilité cellulaire du FA-FP porteur de médicament et la puissance du LIFU de 0 à 8 W étaient toutes> 90 %, ce qui n'indique aucune cytotoxicité significative du FA-FP et la puissance du LIFU utilisé. dans ce travail in vitro. La figure 8c montre les images de coloration H&E des principaux organes des souris traitées avec FA-FCP + LIFU, ne présentant aucun changement histologique par rapport au groupe témoin. Ces résultats ont démontré la haute biocompatibilité du FA-FCP in vitro et in vivo.

un Viabilité cellulaire des cellules SK-OV-3 après incubation avec FA-FP pendant 24 h. b Viabilité cellulaire des cellules SK-OV-3 après traitement par différentes puissances de LIFU. c Coloration H&E des principaux organes du groupe témoin et du groupe FA-FCP à 24 jours après injection intraveineuse de nanoparticules (×200)

Conclusion

En résumé, nous avons préparé un FA-FCP multifonctionnel chargé du médicament anticancéreux Cur et de la molécule de ciblage tumoral FA, à l'aide de nanocages de ferritine, ce qui a entraîné une capacité d'imagerie américaine à contraste amélioré et un ciblage précis dans les procédures de chimiothérapie. Le FA-FCP nouvellement synthétisé a montré une biocompatibilité élevée in vitro et in vivo. De plus, FA-FCP a présenté une superbe capacité de ciblage des tumeurs, une libération de Cur déclenchée par acoustique/pH et une transition de phase sensible à l'acoustique par LIFU pour l'imagerie par ultrasons. Compte tenu de ces propriétés uniques de FA-FCP, il peut être appliqué comme un facteur d'inhibition tumorale significatif sans toxicité systémique. On s'attend à ce qu'une telle nanoplateforme théranostique nouvelle et biocompatible intègre l'imagerie par ultrasons avec une efficacité thérapeutique améliorée pour fournir un paradigme prometteur pour le traitement du cancer.

Disponibilité des données et des matériaux

Les conclusions tirées dans ce manuscrit sont basées sur les données (texte principal et figures) présentées et montrées dans cet article

Abréviations

US :

Échographie

FA :

Acide folique

FRT :

Ferritine

PFH :

Perfluorohexane

LIFU :

Ultrasons focalisés de faible intensité

ADV :

Vaporisation acoustique de gouttelettes

FITC :

Isothiocyanate de fluorescéine

CCK-8 :

Kit de comptage cellulaire-8

FBS :

Sérum fœtal bovin

EDC :

1-éthyl-3-(3-diméthylaminopropyl) carbodiimide

NHS :

N -hydroxysuccinimide

Cour :

Curcumine