Activité antibactérienne de la solution de nanoparticules de chitosane/argent préparée in situ contre les souches résistantes à la méthicilline de Staphylococcus aureus

Contexte

Les infections restent une cause majeure de morbidité et de mortalité dans le monde malgré la présence d'un nombre important d'antibiotiques et d'antiseptiques. Dans les infections modérées et sévères, l'antibiothérapie est généralement initiée de manière empirique avant d'obtenir les résultats de l'examen bactériologique. L'utilisation constante d'antibiotiques a créé des conditions favorables à la sélection et à la multiplication de micro-organismes résistants aux antibiotiques [22]. La prévalence élevée de la multirésistance aux agents de tous les processus infectieux est documentée de nos jours [6]. La bactérie multirésistante la plus connue est le Staphylococcus aureus résistant à la méthicilline. (SARM) [9]. L'agent pathogène est responsable d'un large éventail de maladies humaines et animales allant des infections cutanées à des troubles aussi graves que la pneumonie, l'endocardite et la septicémie, et ces infections peuvent avoir un impact sur la santé humaine [32]. L'analyse des causes étiologiques des infections chez les patients avec un traitement inadéquat a révélé que le traitement était inadéquat dans 32,6 % des cas d'infections à SARM [12] et associé à 3 à 4 milliards de dollars américains en coûts de santé annuels [32].

La recherche de nouveaux médicaments efficaces contre le SARM est un problème urgent de la médecine moderne. Les antiseptiques comme alternative aux antibiotiques sont des préparations fortes, soutenues et actives contre les souches résistantes et ne violent pas la microbiocénose. Surmonter ces problèmes nécessite des préparations nouvelles et innovantes. L'approche consistant à combiner différents mécanismes d'action antibactérienne en concevant des nanomatériaux hybrides fournit un nouveau paradigme dans la lutte contre les bactéries résistantes [18]. Les métaux, tels que le cuivre et l'argent, sont extrêmement toxiques pour les bactéries à des concentrations exceptionnellement faibles. En raison de leur activité biocide, les métaux ont été largement utilisés comme agents antimicrobiens dans une multitude d'applications liées à l'agriculture, aux soins de santé et à l'industrie en général. Contrairement à d'autres agents antimicrobiens, les métaux sont stables dans les conditions actuellement rencontrées dans l'industrie permettant leur utilisation comme additifs [19].

Les propriétés antimicrobiennes de l'argent sont connues depuis l'antiquité, et l'augmentation de la résistance aux antibiotiques des bactéries et l'inefficacité des antibiotiques synthétiques contre certaines souches bactériennes ont conduit à un regain d'intérêt pour l'argent, les sels d'argent, les composés d'argent et l'argent nanocristallin en tant qu'agents antibactériens. Les nanoparticules d'argent (Ag NPs) ont un effet antibactérien et antifongique significatif [26]. Les Ag NP présentent une synergie avec d'autres antibiotiques et antiseptiques (ceftazidime, streptomycine, kanamycine, polymyxine) [25, 38]. Mais J. Jains a montré que le chloramphénicol diminue l'effet antibactérien de la solution d'Ag NPs [16].

Les principaux inconvénients qui limitent l'utilisation des Ag NPs sont leur agrégation facile, la libération incontrôlée d'ions argent et leur potentiel de cytotoxicité [40]. La combinaison d'Ag NPs avec des agents naturels, tels que le chitosane, la propolis, les argiles ou les zéolites [33, 35], fournit des effets supplémentaires. La combinaison de polymères et de nanoargent peut améliorer de manière synergique leurs effets antimicrobiens, et l'utilisation de méthodes de synthèse in situ permet son incorporation dans la matrice polymère en atteignant des distributions uniformes et en évitant l'agrégation [28].

Ces dernières années, l'efficacité des méthodes de chimie verte pour la synthèse des NP métalliques a augmenté de manière significative [1]. Les extraits de plantes sont souvent utilisés comme agents réducteurs, stabilisants et coiffants [23], fournissant des méthodes rentables et respectueuses de l'environnement pour la synthèse des NP. Parmi les extraits végétaux, l'extrait de gingembre présente un grand intérêt scientifique grâce à ses propriétés chimiques et biologiques [8]. L'extrait de feuille de gingembre a déjà été utilisé pour la synthèse de NP d'argent [37]; cependant, les particules produites avaient une distribution granulométrique assez large (10-100 nm). Le rhizome de gingembre est largement utilisé comme épice et médecine populaire; son extrait contient des composés phénoliques spécifiques :le gingérol et ses dérivés, un certain nombre de constituants phénoliques et non phénoliques bioactifs [31]. Ces composés présentent un large spectre d'activités, notamment des activités antimicrobiennes, antifongiques et antivirales. L'extrait de rhizome de gingembre semble être un substrat très prometteur pour le développement de nanoparticules bioactives et biocompatibles, car il démontre également des propriétés antioxydantes et anti-inflammatoires.

La chitine et le chitosane sont des matériaux prometteurs pour des applications médicales en raison de leurs propriétés bactériostatiques/bactéricides et de leur biocompatibilité avec les tissus humains [20]. Le chitosane est un dérivé de la chitine, qui peut être obtenu par désacétylation de la chitine. Les deux contiennent les mêmes monomères, N -acétyl-2-amino-2-désoxy-D-glucopyranose et 2-amino-2-désoxy-D-glucopyranose, qui diffèrent par la proportion de monomères acétylés et désacétylés. Le chitosan est un matériau prometteur pour former des composites avec différentes substances, notamment des nanoparticules métalliques telles que Ag et Cu [33]. D'autre part, le bromure d'étrimonium (CTAB) peut stabiliser les nanoparticules en solution et diminuer la toxicité de certaines nanoparticules, telles que ZnO, TiO2 et Ni [17]. Mais les données sur les activités antibactériennes du complexe CTAB-NPs sont limitées [7].

Le but de cette recherche est de trouver le rapport optimal de chitosan et Ag NPs, modifié par CTAB pour la composition de la solution (chitosan/Ag) qui serait actif contre les souches cliniques de SARM.

Méthodes

Matériaux

Nitrate d'argent, acide L-ascorbique et bromure de cétrimonium (C₁₆ H₃₃ )N(CH₃ )₃ Br (CTAB) ont été achetés auprès de Sigma-Aldrich et utilisés tels que reçus. Gingembre (Zingiber officinale , Zingiber acae ) rhizome a été acheté dans un supermarché local (Poznan, Pologne). Chitosan 200 kDa, degré de désacétylation 82 % a été acheté auprès de CJSC « Bioprogress » (Russie, Moscou) et utilisé sans autre purification. Eau ultrapure (résistivité> 17 MΩcm ^− 1 ) d'un système d'eau GZY-P10 a été utilisé tout au long des expériences. Tous les supports et disques contenant des antibiotiques ont été achetés auprès de Hi Media (Inde).

Préparation In Situ de Solutions Chitosan/Ag NPs

Pour préparer les solutions de chitosane/Ag in situ, des NP d'Ag ont été synthétisées et modifiées dans un premier temps.

Synthèse des Ag NPs

Ag NPs ont été synthétisés via une méthode de réduction chimique en utilisant l'approche de la chimie verte. Suivant cette approche, nous avons utilisé du gingembre (Zingiber officinale ) extrait comme tensioactif et acide ascorbique (vitamine C) comme agent réducteur. Pour préparer l'extrait de rhizome de gingembre, 250 g de rhizome ont été soigneusement lavés avec de l'eau distillée, puis coupés en petits morceaux. Le rhizome de gingembre haché a été conservé dans une solution eau-éthanol (250 ml, rapport 1:1) pendant 5 jours (à température ambiante, dans un endroit sombre). Ensuite, le surnageant a été filtré sous vide (à travers un papier filtre Whatman) et stocké (à 4 °C). Pour synthétiser les Ag NPs, du nitrate d'argent (840 mg) a été dissous dans de l'eau (20 ml) et un extrait de rhizome de gingembre (20 ml) a été ajouté. Ensuite, un mélange de solution d'acide L-ascorbique (10 %, 10 ml) et d'extrait de gingembre (20 ml) a été ajouté goutte à goutte à la solution de nitrate d'argent sous guidage magnétique. Le mélange réactionnel est devenu foncé. Ensuite, il a été chauffé (60 °C, 1,5 h) au reflux. Ensuite, les Ag NPs fraîchement synthétisées ont été lavées avec de l'eau, jusqu'à ce que le pH atteigne 7, en utilisant une centrifugation (4000 tr/min, 30 min).

Afin d'améliorer l'activité antimicrobienne et la dispersibilité des Ag NPs, une modification de surface des Ag NPs par CTAB, bien connue pour ses propriétés tensioactives et antiseptiques, a été réalisée [17]. Typiquement, la dispersion de Ag NPs (3 ml, 76,4 mg/ml) a été mélangée avec une solution de CTAB (20 ml, 6,7 mg/ml) et soniquée (3 h). Ensuite, le surnageant a été collecté pour les mesures UV-Vis et les Ag NPs ont été lavées avec de l'eau, en utilisant une centrifugation (4000 tr/min, 30 min), trois fois. La teneur en CTAB dans le surnageant a été déterminée en utilisant la technique spectrophotométrique (UV-Vis) en surveillant l'intensité du pic à 190 nm. L'adsorptivité des Ag NPs (en mg/g) vis-à-vis du CTAB a été calculée à partir de la différence entre la teneur initiale en CTAB dans la solution et sa teneur dans le surnageant après interaction avec l'échantillon. L'adsorption et le contenu de chargement CTAB ont été calculés à partir des équations suivantes :

Adsorptivité (mg/g) = (poids de CTAB en solution − poids de CTAB dans le surnageant)/(poids d'Ag NPs),

Teneur en charge CTAB (%) = (1 − (poids des Ag NPs)/(poids des Ag NPs CTAB chargés)) × 100%.

Préparation in situ de solutions de Chitosan/Ag NPs

Pour obtenir des solutions de chitosane/Ag NPs, du chitosane de 200 kDa (1 g) a été dissous dans de l'acide acétique à 2 % (100 ml) à température ambiante pendant 24 h pour former une solution de chitosane à 1 %. Deux échantillons de Ag NPs ont été utilisés dans les expériences—Ag NPs purs et Ag NPs-CTAB.

Caractérisation physico-chimique des Ag NPs et du Chitosan

Des études de diffraction des rayons X sur poudre (XRD) ont été menées sur un diffractomètre Empyrean (PANalytical), en utilisant un rayonnement Cu Kα (1,54 Å), un spinner à réflexion-transmission (étage d'échantillonnage) et un détecteur PIXcel 3D, fonctionnant dans la géométrie Bragg-Brentano . Les scans 2Theta ont été enregistrés à température ambiante à des angles allant de 10° à 95° avec un pas de 0,007°, en mode de scan continu.

Les mesures de microscopie électronique à transmission (MET) ont été effectuées à l'aide d'un microscope électronique à transmission JEM-ARM-200F fonctionnant à une tension d'accélération de 200 kV.

Les spectres infrarouges ont été obtenus à l'aide d'un spectromètre Tensor 27 (Bruker Optics) équipé d'une source globale et d'un détecteur MCT. Les échantillons ont été préparés en utilisant du bromure de potassium comme matériau de matrice et ont été mélangés dans des proportions de 1 mg d'échantillon à 200 mg de KBr. Les pastilles ont été préparées selon la technique standard sous une pression de 10 tonnes/cm ² avec un canon de 16 mm de diamètre. Les mesures ont été effectuées à température ambiante. Pour chaque spectre, 512 scans dans la plage spectrale de 4 000 à 400 cm ^− 1 ont été prises avec une résolution de 4 cm ^− 1. Les données ont été traitées à l'aide du progiciel Opus.

Les mesures spectrophotométriques (UV-Vis) ont été effectuées à l'aide du spectromètre UV/VIS/NIR Lambda 950 (Perkin Elmer) à des longueurs d'onde de 200 à 800 nm avec de l'eau comme solution de référence.

Tests microbiologiques

Culture bactérienne

Des cultures bactériennes ont été recueillies dans la région du méat nasal moyen et dans la gorge des 70 patients hospitalisés à l'aide de cotons-tiges stériles. Les échantillons ont été transportés immédiatement au laboratoire dans des milieux de transport puis ensemencés sur gélose au sang. Les cultures bactériennes ont été identifiées morphologiquement et biochimiquement par des procédures de laboratoire standard conformément au Manuel des méthodes de bactériologie générale du laboratoire de bactériologie de l'Université d'État de Sumy. Nous avons isolé 50 Staphylococcus aureus souches. Chaque culture a subi une coloration de Gram et a été testée pour la production de catalase, de coagulase libre, de pigment jaune, de fermentation du mannitol, de croissance sur une concentration élevée en sel et de production de lipase sur un milieu gélosé au jaune d'œuf (Hi Media, Mumbai).

Test de sensibilité aux antimicrobiens

Des tests de sensibilité aux antibiotiques ont été effectués sur tous les S . aureus isolats pour déterminer leurs profils de résistance aux antibiotiques. La méthode de diffusion sur disque de Kirby-Bauer a été utilisée pour évaluer la sensibilité aux antibiotiques des isolats. Des tests de sensibilité aux antimicrobiens ont été effectués sur de la gélose Muller-Hinton contre l'azithromycine, la lévofloxacine, la clarithromycine, la ciprofloxacine et la méthicilline (Comité national des normes de laboratoire clinique, 1999). Des cultures fraîches d'une nuit ont été préparées et utilisées dans les tests. Souche standard de S . aureus ATCC 25923 a été utilisé comme témoin. Une aliquote (100 μL) de chaque suspension d'isolat a été étalée sur gélose Mueller Hinton. Des disques d'antibiotiques ont été doucement pressés sur la gélose Mueller Hinton inoculée pour assurer un contact intime avec la surface, et les plaques ont été incubées en aérobie à 37 °C pendant 18 à 24 h. Les diamètres des zones d'inhibition ont été mesurés. Les souches cliniques ont été classées comme sensibles et résistantes selon les critères d'évaluation développés par les directives du Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI) [24]. Les souches de Staphylococcus aureus qui se sont avérés résistants à la méthicilline ont été sélectionnés comme SARM.

Détermination des concentrations minimales inhibitrices des solutions de Chitosan-Ag NPs

Les activités antimicrobiennes de la solution de chitosane, des Ag NPs et des solutions de chitosane-Ag NPs ont été déterminées selon les recommandations du NCCLS (1999) en utilisant une méthode de macrodilution en bouillon. Nous avons déterminé la concentration minimale inhibitrice (CMI) pour les solutions d'essai contre chaque Staphylococcus aureus résistant à la méthicilline. (un total de 10 souches de SARM). Le tube avec la concentration la plus faible qui inhibe complètement la croissance visuelle des bactéries (pas de turbidité) a été considéré comme la CMI.

Brièvement, au début, sept concentrations de Ag NPs purs et Ag/CTAB NPs ont été préparées en utilisant un bouillon nutritif avec la méthode de dilution en série de 2 fois. Il y avait trois rangées identiques de chaque type de dilution d'Ag NPs. Ensuite, dans chaque tube de chaque rangée, nous avons ajouté 1, 2 ou 3 ml de solution de chitosane à 1 %. La concentration finale de chitosane et d'Ag NP dans les tubes testés est indiquée dans le tableau 1.

Les souches bactériennes d'essai ont été cultivées dans un bouillon approprié, lavées une fois dans une solution saline stérile et diluées dans de l'eau distillée. La concentration bactérienne a été normalisée à une densité optique de 0,08 à 600 nm (environ 1,5 × 10 ⁸ UFC/mL) en utilisant l'échelle de McFarland. Ensuite, 100 μl de S . aureus suspension a été inoculée dans des tubes avec Ag NPs, une solution de chitosane et une solution d'Ag NPs-chitosane. Des tubes contenant du milieu de croissance et des échantillons testés sans inoculums ont été utilisés comme témoins. Tous les tubes ont été incubés en aérobie à 37 °C pendant 24 h. Toutes les mesures étaient en triple.

Résultats

Caractérisation des Ag NPs et du chitosane utilisés pour la préparation de solutions in situ

Une partie des Ag NPs synthétisés a été modifiée par CTAB (Ag/CTAB NPs) (afin d'améliorer la bioactivité et la stabilité des dispersions d'Ag NPs). L'adsorption des Ag NP sur le CTAB s'est avérée être de 70,0 mg/g, ce qui correspond à une teneur en CTAB d'environ 6,54 % dans l'échantillon.

Les résultats des mesures XRD des Ag NPs ont montré la présence de quatre pics nets à 38,15, 44,33, 64,48, 77,47 et 81,54 °2Theta (Fig. 1a). Selon l'American Mineralogist Crystal Structure Database (AMCSD) [5], ces pics ont été attribués à l'argent. Le large pic entre 12,00 et 21,06 °2Thêta peut être attribué à des composés organiques issus de la synthèse (acide L-ascorbique et gingembre). Le motif XRD du chitosane (Fig. 1a, encadré) présente des pics de diffraction à environ 9 et 20 °2Thêta, qui sont des empreintes digitales typiques du chitosane semi-cristallin [5]. La cristallinité du chitosane est générée à partir des liaisons hydrogène entre l'hydroxyle correspondant et le N -groupes acétyle. Chaque pic cristallin caractérise la structure cristallographique, qui est générée à partir d'alignements parallèles et antiparallèles de chaînes ou de feuilles polymères. Le chitosane semi-cristallin a des régions amorphes et cristallines.

Caractérisation des Ag NPs et du chitosane. un Modèles XRD, b Spectres FTIR, c Spectre d'absorbance UV-Vis des Ag NPs (eau), d Image MET des Ag NPs

Les spectres FTIR du chitosane et des Ag NP sont illustrés à la Fig. 1b. Le spectre du chitosane montre des bandes larges et intensives à 3 450-3 200 cm ^− 1 (vibrations d'étirement OH liées à l'hydrogène) recouvertes de bandes d'étirement NH, bande d'étirement CH à 2783 cm ^− 1 , et la bande pour l'amide I à 1652 cm ^− 1 (Fig. 1b). Les vibrations de flexion des groupes méthylène et méthyle sont également visibles à ν = 1375 cm ^− 1 et ν = 1426 cm ^− 1 , respectivement. Absorption comprise entre 1 160 et 1 000 cm ^− 1 a été attribuée aux vibrations du groupe CO. Le groupe situé près de ν = 1150 cm ^− 1 est liée aux vibrations asymétriques du CO dans le pont oxygène résultant de la désacétylation du chitosane. Les bandes proches de 1080-1025 cm ^− 1 sont attribués à ν _CO de l'anneau COH, COC et CH₂ OH. Le petit pic à ~ 890 cm ^− 1 correspond au remue-ménage de la structure saccharidique du chitosane [11, 13].

Le spectre FTIR des Ag NPs a révélé plusieurs pics intensifs à 1226, 1366, 1636, 1714, 2851, 2924 et 3438 cm ^− 1 . Ces derniers ont été attribués aux groupes OH liés par H. Les pics à 1226 et 1366 cm ^− 1 sont dues aux vibrations de flexion du CO et du CH ; double pic à 1636 et 1714 cm ^− 1 indiquent la présence de groupes C=C et C=O (vibrations d'étirement). Les pics à 2851 et 2924 cm ^− 1 sont liés aux vibrations d'étirement du CH [13]. La présence de groupements organiques à la surface des Ag NPs est due aux composés organiques utilisés pour leur synthèse, l'acide L-ascorbique et le gingembre, dont les spectres FTIR sont connus [10]. Si l'on compare les spectres de ce dernier avec celui de Ag NPs, on peut remarquer que le double pic à 1636 et 1714 cm ^− 1 est inhérent au spectre de l'acide L-ascorbique et décalé vers le bleu. Les pics de gingembre les plus intenses se situent entre 1 000 et 1 200 cm ^− 1 (vibrations COC) ne sont pas intensément exprimées dans le spectre Ag NPs. Ainsi, l'acide L-ascorbique joue le rôle prédominant dans la réduction des ions argent, transférant deux électrons et se transformant en acide déhydroascorbique [29]. Le décalage vers le bleu de la position du pic d'acide L-ascorbique met en évidence la liaison chimique de cette molécule à la surface des Ag NPs.

Le spectre d'absorbance UV-Vis des Ag NP dispersées dans l'eau (Fig. 1c) a révélé le pic asymétrique à environ 387 nm. Le pic entre 387 et 420 nm est connu comme le pic caractéristique des Ag NPs et est généralement attribué à l'effet de résonance plasmonique de surface [30]. L'asymétrie de ce pic (plateau) peut être attribuée à la précipitation rapide des Ag NPs. Le pic à environ 264 nm est également connu pour les Ag NPs et est généralement lié à la transition des électrons vers des états d'énergie plus élevés fonctionnant dans Ag NPs [38]. D'autre part, le spectre UV-Vis de l'acide L-ascorbique a également révélé un pic à 255 nm [4]. Par conséquent, le pic à 264 nm dans le spectre des Ag NPs peut être considéré comme un pic décalé vers le rouge de l'acide L-ascorbique confirmant la présence de ces molécules chimiquement liées à la surface des Ag NPs.

Il est intéressant de noter que le spectre UV-Vis des NP Ag/CTAB (Fig. 1c, ligne bleue) a révélé un pic symétrique à 417 nm. Cela a confirmé que la stabilité des Ag NPs dans l'eau était améliorée en raison de la modification de surface par les molécules CTAB.

Les mesures MET ont révélé que les Ag NPs ont une forme arrondie et que la majorité d'entre elles ont une taille de 10 à 12 nm (Fig. 1d).

Activités antibactériennes des solutions de Chitosan/Ag NPs préparées in situ contre les souches résistantes à la méthicilline de Staphylococcus aureus

La CMI des Ag NP purs et des Ag/CTAB NP contre 100 % de SARM était de 9,6 μg/ml. Les concentrations les plus faibles ont montré des activités moindres (tableau 2). La solution de chitosan démontre des activités antibactériennes avec une CMI de 6 μg/ml contre 100 % de souches cliniques de SARM. Parmi elles, 60 % des souches avaient une CMI 3,3 et une solution de chitosane à 5 μg/ml.

L'effet inhibiteur de la solution de chitosan-Ag NPs contre le SARM est présenté sur la figure 2a. Il a été constaté que la solution de chitosan-Ag NPs a montré une efficacité antimicrobienne supérieure par rapport à ses formes pures. Dans le même temps, la préparation in situ de la solution chitosan-Ag NPs/CTAB (chitosan 6,0 μg/ml, Ag/CTAB NPs) n'a pas été possible en raison de la précipitation des composants :formation d'un anneau gris-noir et séparation des composants en deux phases. L'activité antibactérienne n'a pas pu être évaluée dans ce cas. Compte tenu du résultat inattendu du mélange de chitosane et de CTAB et de la plus faible activité antibactérienne de Ag NPs-CTAB (voir Fig. 2b), nous avons conclu que la modification de surface des Ag NPs par CTAB n'est pas prometteuse. La présence de molécules CTAB à la surface des Ag NPs a amélioré la stabilité des dispersions aqueuses, mais a considérablement diminué l'activité antimicrobienne et provoqué la précipitation de la solution.

Le pourcentage de souches sensibles de SARM après traitement. Solution de Chitosan-Ag NPs (a ) et solution chitosan-AgNPs-CTAB (b ). 3,3, 5 et 6 μg/ml :ce sont les concentrations de chitosane en solution

Discussion

La toxicité fait référence à tout impact nocif sur un organisme lors d'une exposition aux nanoparticules et à leurs sels. Si l'objectif est de stériliser ou de désinfecter un organisme spécifique, la toxicité peut être interprétée comme un résultat positif (antibactérien, antiviral) [15]. Le besoin fondamental actuel en nanotechnologie est le développement de méthodes écologiques et fiables pour la synthèse de nanoparticules métalliques. Nous avons affirmé l'utilisation d'agents réducteurs biologiques qui sont des matériaux naturels, peu coûteux et respectueux de l'environnement pour produire des nanoparticules d'argent, afin d'éviter la présence de solvants à risque et toxiques [37]. L'utilisation des Ag NP comme agents thérapeutiques est limitée en raison de leur cytotoxicité contre les cellules de mammifères. Plusieurs facteurs peuvent avoir un impact sur l'effet des Ag NPs contre les micro-organismes, tels que la taille, la forme, la stabilité et la concentration des Ag NPs [4].

Dans notre recherche, nous avons obtenu des Ag NP d'une taille de 5 à 18 nm. C'est l'un des paramètres les plus fondamentaux affectant les propriétés optiques [39], antimicrobiennes [27] et antivirales des Ag NPs [21]. Les particules plus petites présentent une plus grande activité antibactérienne. Certaines études ont révélé que les NP supérieures à 10 nm s'accumulent à la surface cellulaire et compromettent la perméabilité cellulaire ; cependant, les NP inférieures à 10 nm pénètrent dans les bactéries, affectant l'ADN et les enzymes conduisant à la mort cellulaire [14]. Il est intéressant de noter que bien que la majorité des résultats aient prouvé que l'hypothèse de toxicité augmente avec la diminution de la taille des particules, il existe également des données expérimentales montrant que les plus petites NP étaient soit moins toxiques, soit n'avaient pas de toxicité dépendante de la taille [15]. Il existe de nombreuses études qui ont montré l'activité antimicrobienne des Ag NPs avec une gamme de leur taille de 3 à 100 nm [19].

Comme mentionné précédemment, les effets du chitosane sur la stabilité et les propriétés antimicrobiennes des Ag NPs synthétisés ont été évalués. Avant les tests de sensibilité, les nanoparticules synthétisées ont été soumises à différentes méthodes de caractérisation pour déterminer leur pureté. Nos recherches ont montré que les Ag NP en concentration de 9,6 μg/ml sont efficaces contre 100 % des souches de SARM et que le CTAB n'a pas augmenté l'efficacité des Ag NP.

Il est connu que le chitosane a une activité antibactérienne significative contre un large spectre de bactéries [2]. Malgré cela, certains rapports indiquent que le chitosane pur ne prévient pas les infections graves [3]. Plusieurs publications ont rapporté diverses combinaisons de chitosane et d'argent avec des propriétés antimicrobiennes améliorées [11]. Des nanocomposites argent-chitosane ont été proposés comme revêtements pour des applications d'ingénierie biomédicale et d'emballage alimentaire et des applications de pansement [2, 3]. Mais il existe des données limitées sur l'effet antibactérien de la solution de chitosan-Ag NPs contre le SARM [34]. Nos données démontrent que le simple mélange de Ag NPs dans une solution de chitosane peut améliorer l'activité antibactérienne des deux composants. Nous obtenons une augmentation de toutes les activités antibactériennes des substances étudiées. La CMI du chitosane était de 3,3 μg/ml et la CMI des Ag NPs pures et les Ag NPs avec CTAB MIC étaient respectivement de 1,2 et 2,4 μg/ml. Kaur et al. (2013) ont également signalé l'activité antibactérienne des nanocomposites d'argent/chitosane contre le S . aureus , dans laquelle ils ont montré des résultats similaires [36], mais ils n'ont pas déterminé la CMI. Cette découverte démontre l'efficacité de la solution de chitosan-Ag NPs, mais nous n'avons pas vu les avantages du CTAB en tant qu'agent antibactérien. Au contraire, une autre étude a montré que les Ag NP stabilisés avec CTAB ont un effet antibactérien prononcé contre le S . aureus et Escherichia coli . Probablement, dans notre expérience, le chitosane est lié au CTAB qui diminue l'effet des Ag NPs pour les cellules bactériennes.

Conclusions

Dans cette étude, l'activité de solutions de chitosan-Ag NPs préparées in situ avec différents ratios de composants a été testée contre le SARM isolé des patients. Nos résultats ont montré que le simple mélange de la solution de chitosane et des Ag NPs réduit la concentration minimale d'inhibition des substances de 2 et 4 fois (3,3 et 1,2 μg/ml), respectivement. Ce résultat est très prometteur et peut être considéré comme une solution efficace pour lutter contre les bactéries résistantes aux médicaments. C'est aussi un progrès dans le sens d'une médecine personnalisée. Une future étude de cytotoxicité de la solution de chitosane-Ag NPs donnerait une réponse sur les doses adaptées à un usage clinique.

Abréviations

NP Ag :

Nanoparticules d'argent

ARI :

Infections respiratoires aiguës

CTAB :

Bromure de cétrimonium

FTIR :

Spectroscopie infrarouge à transformée de Fourier

MRSA :

M souches résistantes à l'éthicilline de Staphylococcus aureus

TEM :

Microscopie électronique à transmission

UV–Vis :

Spectroscopie ultraviolet-visible

XRD :

Diffraction des rayons X