Stabilité améliorée des nanoparticules magnétiques d'or avec du poly(acide 4-styrènesulfonique-co-acide maléique) :propriétés optiques adaptées pour la détection des protéines

Contexte

Tirant parti d'une propriété de magnétisation spécifique, c'est-à-dire le superparamagnétisme, les nanoparticules magnétiques ont été largement étudiées pour des applications biomédicales, telles que l'administration de médicaments/gènes, l'imagerie par résonance magnétique et les tests biologiques [1,2,3]. Nanoparticules magnétiques d'or (GoldMag), composées de Fe₃ O₄ /Au, ont non seulement les propriétés physico-chimiques des nanoparticules d'oxyde de fer, mais présentent également des caractéristiques de nanoparticules d'or telles qu'une fonctionnalisation de surface facile et des propriétés optiques uniques. Ces caractéristiques distinctives ont attiré une grande attention dans le domaine de la biologie [4, 5], en particulier dans la détection de biomolécules basée sur les propriétés optiques. A titre d'exemple, Wang et al. utilisé Fe₃ O₄ -Bâtons d'Au comme sondes optiques pour la détection multiplex d'agents pathogènes [6]. Cependant, comme avec d'autres nanoparticules, l'énergie de surface élevée force les particules de GoldMag à se rapprocher les unes des autres de sorte qu'elles forment des amas dans la solution tampon. Cela limite considérablement leur application pour la détection optique dans le domaine biomédical. Il est donc crucial d'empêcher l'agrégation de GoldMag et d'assurer une solution colloïdale stable. La personnalisation de GoldMag pour la détection de molécules cibles basées sur un revêtement avec des polymères a une grande utilité. Il a été rapporté que la dispersité de GoldMag peut être améliorée par modification de surface avec divers composés organiques macromoléculaires, tels que l'acide 11-mercaptoundécanoïque (MUA) [7], le polystyrènesulfonate (PSS) [8] et la polyéthylèneimine (PEI) [9]. Le MUA a été amené à la surface de GoldMag en utilisant la stratégie d'échange de ligand. Il a amélioré la stabilité des solutions colloïdales GoldMag grâce à la modification de surface avec MUA [7]. Ces MUA-GoldMag ont été utilisés dans la détection de protéines sur la base de propriétés optiques. Cependant, la chaîne de MUA était trop courte pour fournir suffisamment d'encombrement stérique pour assurer une dispersion suffisante des particules. De plus, la faible densité de groupes carboxyle dans le MUA limite la quantité de protéines pouvant être absorbée par le GoldMag. Ces inconvénients restreignent l'application des particules MUA dans les instruments optiques et limitent la sensibilité requise pour la détection des biomarqueurs.

Le poly(acide 4-styrènesulfonique-acide co-maléique) (PSS-MA) (PSS-MA 3 : 1, Mw ~ 20 000), un copolymère séquencé, est fabriqué par la liaison covalente de PSS et d'acide polymaléique et contient à la fois du sulfonate et groupes carboxylates. La répulsion électrostatique fournie par le grand nombre de groupes carboxyle et de groupes sulfonate, ainsi que l'encombrement stérique provenant de la longue chaîne polymère du PSS-MA rendent ce polymère très utile pour maintenir la stabilité des nanoparticules. En fait, le PSS-MA a été utilisé comme stabilisant dans la préparation de nanoparticules, telles que les nanomatériaux d'oxyde de fer, le palladium et les nanostructures bimétalliques Ag-Au [10,11,12]. Johnston et al. ont rapporté que les nanoclusters d'oxyde de fer recouverts de copolymère assurent un degré plus élevé de stabilisation électrostérique que les nanoclusters d'oxyde de fer recouverts d'un polymère à macromolécule unique [13]. De plus, le grand nombre de groupes carboxyle dans la fraction acide polymaléique du PSS-MA permet une modification chimique avec des biomolécules pour des applications biomédicales.

Les D-dimères sont des produits finaux stables de la dégradation de la fibrine réticulée, résultant de l'augmentation de la formation de fibrine et de la fibrinolyse [14]. La détermination du taux de D-dimères dans le sang est largement utilisée dans le diagnostic des événements thromboemboliques et de l'infarctus du myocarde [15, 16]. Ici, nous avons utilisé des D-dimères comme modèle pour évaluer le potentiel d'utilisation de PSS-MA-GoldMag pour la détection optique de protéines spécifiques. Nous avons utilisé une paire d'anticorps anti-D-dimères pour immobilisation sur PSS-MA-GoldMag afin de former des sondes pour la détection des D-dimères par le dosage immunologique sandwich double anticorps.

Ainsi, dans la présente étude, PSS-MA a été utilisé pour la modification de surface de GoldMag. Cela a non seulement amélioré la stabilité des nanoparticules magnétiques, mais également la conjugaison entre les nanoparticules et les anticorps pour la détection des dimères.

Méthodes

Matériaux et réactifs

GoldMag (5 mg/mL) ont été fournis par Xi'an GoldMag Nanobiotech Co., Ltd. (Xi'an, RPC). L'acide borique, le borax, le bromure de cétyltriméthylammonium (CTAB), l'acide poly(4-styrènesulfonique-acide co-maléique) (PSS-MA) (PSS-MA 3:1, Mw ~ 20 000) ont été achetés auprès de Sigma-Aldrich, États-Unis. Une paire d'anticorps monoclonaux D-dimères (anticorps 1 :M-2.1.16; anticorps 2 :M-1.2.57) a été achetée auprès de Roche. Les D-dimères ont été achetés auprès de Meridian Chemicals, États-Unis.

GoldMag à surface modifiée avec PSS-MA

Les GoldMag ont été synthétisés comme décrit précédemment [17]. 13,3 mL de CTAB (50 mmol/L) ont été ajoutés à 13,3 mL de GoldMag (environ 3 mg/mL). Le mélange a été agité mécaniquement (200 tr/min) combiné à un traitement aux ultrasons (SB-5200DTD, Chine) pendant 30 minutes, suivi d'une agitation supplémentaire sans traitement aux ultrasons pendant 30 minutes supplémentaires. Les particules ont été soigneusement lavées avec de l'eau déminéralisée. Les CTAB-GoldMag ont été re-dispersés dans 10 mL d'eau déminéralisée et 16 mL de 25 % (w /w ) Une solution de PSS-MA a été ajoutée, suivie d'une agitation (180 rpm) pendant 90 min. Les particules modifiées ont été lavées deux fois avec de l'eau déminéralisée et ont été dispersées dans de l'eau déminéralisée.

Caractérisation

Les PSS-MA-GoldMag ont été observés en utilisant un microscope électronique à transmission (MET, Hitachi H-600, Hitachi Corporation, Japon). La distribution des tailles a été analysée par DLS (zeta-sizer, Malvern Instruments, UK). La spectroscopie infrarouge à transformée de Fourier (FTIR, Thermo Nicolet 5700, Thermo Nicolet Corporation, USA) a été utilisée pour caractériser les groupes fonctionnels de PSS-MA-GoldMag. Un analyseur thermogravimétrique (TGA) Metter Toledo SDTA 851e a été utilisé pour analyser la proportion de coque de surface en polymère parmi les PSS-MA-GoldMag. Le spectre de résonance plasmonique de surface (SPR) de GoldMag a été enregistré à l'aide d'un spectrophotomètre UV-2550 (Shimadzu, Japon) dans la plage de longueurs d'onde de 450 à 700 nm.

Préparation de la sonde Anti-D-dimer Antibody-PSS-MA-GoldMag

Un milligramme de GoldMag a été mis en suspension dans 1 ml de tampon borax/borate (0,02 M, pH 7,4), contenant 75 mg/ml de 1-éthyl-3-(3-diméthyl-laminopropyl) carbodiimide (EDC). Ensuite, 100 μg d'anticorps anti-D-dimères ont été ajoutés à la suspension, suivis d'une ultrasonication pendant 1 h. Trois millilitres de tampon de blocage (tampon borax/borate 0,02 M, pH 7,4, contenant 5 % de BSA) ont été ajoutés au mélange et ont été incubés pendant 1,5 h. Après séparation sous champ magnétique externe, le composite anticorps anti-D-dimères-PSS-MA-GoldMag a été conservé dans un tampon borax/borate sous 4 °C. La conjugaison de l'anticorps anti-D-dimère sur la surface PSS-MA-GoldMag a été confirmée par spectroscopie SPR et mesure de diffusion dynamique de la lumière (DLS).

La solution de D-dimères a été préparée en diluant une solution mère de D-dimères (40 mg/mL) avec du sérum de veau. Trois concentrations de D-dimères (0,6, 2 et 6 μg/mL) ont été utilisées pour optimiser le temps de réaction entre les D-dimères et le complexe anticorps anti-D-dimères-PSS-MA-GoldMag. Dix microlitres d'anticorps anti-D-dimères-PSS-MA-GoldMag (0,3 mg/mL) ont été mélangés avec 80 μL de solution de D-dimères (0,6, 2 et 6 μg/mL), et le mélange a été incubé à 25 ° C pendant 10, 20, 30 et 40 min. La longueur d'onde du pic SPR du composite PSS-MA-GoldMag a été lue à l'aide d'un spectrophotomètre UV-2550.

Des solutions de D-dimères avec des concentrations de 6, 3, 1,5, 0,75 et 0,3 μg/mL ont été préparées pour analyser la relation entre la concentration de D-dimères et le changement du spectre SPR. Dix microlitres d'anticorps anti-D-dimères-PSS-MA-GoldMag (0,3 mg/mL) ont été mélangés avec 80 μL de solution de D-dimères (6, 3, 1,5, 0,75 et 0,3 μg/mL) et le mélange a été incubé à 25 °C pendant 30 min. La longueur d'onde du pic SPR de PSS-MA-GoldMag a été lue à l'aide d'un spectrophotomètre UV-2550.

Afin d'évaluer si les triglycérides, la bilirubine et l'hémoglobine peuvent interférer avec notre système de détection de protéines, des solutions de D-dimères (0 et 3 μg/mL) ont été préparées et 22 mg/mL de triglycérides, 0,2 mg/mL de bilirubine et 2 mg/ ml d'échantillons d'hémoglobine ont été ajoutés séparément. Dix microlitres d'anticorps anti-D-dimères-PSS-MA-GoldMag ont été ajoutés aux mélanges ci-dessus, et la longueur d'onde du pic SPR du composite PSS-MA-GoldMag a été lue à l'aide d'un spectrophotomètre UV-2550.

Résultats et discussion

Le schéma 1 illustre les procédures développées pour la modification de surface et la fonctionnalisation des particules pour la détection colorimétrique des protéines. Afin d'étudier l'adsorption et l'incorporation de PSS-MA sur les structures PSS-MA-GoldMag, des analyses spectroscopiques FTIR, spectroscopie SPR et TGA ont été réalisées. La figure 1a montre le spectre FTIR pour le PSS-MA pur, le PSS-MA-GoldMag et le GoldMag, respectivement. La bande large et forte à 3000-3700 cm ⁻¹ correspond à l'étirement des groupes –CO–OH et des groupes hydroxyle de –SO₂ –OH dans les chaînes polymères [18]. Vibrations symétriques des groupes sulfonates :(SO₃ ⁻ ) étaient à 1037 et 1126 cm ⁻¹ et les vibrations d'étirement de C = C du benzène étaient à 1403 et 1637 cm ⁻¹ [19]. Ces bandes d'absorption caractéristiques de PSS-MA ont été observées dans PSS-MA-GoldMag démontrant que les particules brutes ont été recouvertes avec succès de PSS-MA. Le changement des groupes chimiques de surface du GoldMag a été confirmé par un décalage vers le bleu clair de 11 nm de 555 à 544 nm dans la bande SPR après modification (Fig. 1b). La position et la largeur du pic SPR étaient liées à la surface, à l'environnement et à la dispersité des nanoparticules [20,21,22,23]. L'analyse TGA a indiqué que le rapport pondéral de la matière organique au GoldMag était de près de 1:4 (Fig. 1c). À basse température, la perte de poids peut être attribuée à la déshydratation; lorsque la température augmente, la perte de poids peut être attribuée à la décomposition oxydative des molécules organiques à la surface des particules modifiées [19, 24]. Au cours de la modification, CTAB-GoldMag étaient chargés positivement (+ 12,2 mV) et la surface des particules est devenue négativement chargée (- 24,5 mV) après le revêtement PSS-MA sur la surface des particules (Fig. 1d). Tous les résultats ci-dessus montrent que les PSS-MA adhèrent avec succès à la surface des nanoparticules.

un L'illustration schématique du processus « global » de modification de surface des particules magnétiques d'or (GoldMag) et de la structure moléculaire de l'acide poly(4-styrènesulfonique-co-acide maléique) (PSS-MA). b Représentation schématique de l'interaction des D-dimères avec les anticorps 1 et 2-PSS-MA-GoldMag, ainsi que l'interaction entre les D-dimères et les anticorps 1-PSS-MA-GoldMag

un Spectroscopie FTIR de PSS-MA, PSS-MA-GoldMag et GoldMag. b Spectroscopie SPR de GoldMag et PSS-MA-GoldMag en suspension dans l'eau. c Analyse TGA de GoldMag et PSS-MA-GoldMag. d Le changement de potentiel zêta à la suite de la modification

Les micrographies (Fig. 2a, b) du GoldMag et du PSS-MA-GoldMag obtenues par MET montrent que ces particules étaient mono-dispersées, après modification. La couche de polymère à la surface des particules est clairement visible sous l'image au microscope électronique à haute résolution, indiquant en outre que le revêtement de polymère sur GoldMag a réussi (Fig. 2b). La figure 2c montre que le diamètre moyen du PSS-MA-GoldMag est de 116 nm. La suspension PSS-MA-GoldMag a une couleur rouge vin qui indique une bonne stabilité des nanoparticules (1 an dans l'eau).

un Images MET de GoldMag. b Images MET de PSS-MA-GoldMag. L'encart montre les particules par paquet de polymère. c Distribution de taille de GoldMag et PSS-MA-GoldMag. L'encart montre la photographie de la solution PSS-MA-GoldMag, qui montre une couleur rouge

La stabilité des caractéristiques optiques de GoldMag et PSS-MA-GoldMag dans des solutions tampons avec différentes valeurs de pH a été analysée par spectroscopie SPR [7]. Comme le montre la figure 3a, le pic caractéristique du SPR a été déplacé vers la longueur d'onde la plus longue de 555 nm lorsque les GoldMag ont été suspendus dans un tampon borax/borate avec un pH de 6,0 à 9,0. La composition de la solution tampon influence également la stabilité de la suspension GoldMag. La position du pic caractéristique SPR a été déplacée vers des longueurs d'onde plus élevées (558 nm) lorsque les GoldMag ont été suspendus dans un tampon PB (pH 7,4), un tampon borax/borate (pH 7,4) et une solution de NaCl (10 mM) par rapport à ceux dans de l'eau déminéralisée. (550 nm) (Fig. 3c). Cependant, le pic caractéristique de SPR (545 ± 2 nm) n'a pas changé de manière significative lorsque PSS-MA-GoldMag ont été dispersés dans une solution d'électrolyte ou dans une solution tampon avec différentes valeurs de pH (Fig. 3b, d). Xia et al. et Storhoff et al. ont également rapporté que l'agrégation de nanoparticules peut déplacer le spectre SPR vers des longueurs d'onde plus longues [25, 26]. Le potentiel zêta de GoldMag et PSS-MA-GoldMag a également été mesuré (Fig. 3e, f). Il a été rapporté qu'un faible potentiel zêta (inférieur à ± 30 mV) conduirait à une agglomération des particules [27, 28]. Lorsque GoldMag a été mis en suspension dans un tampon PB (pH 7,4), un tampon borax/borate (pH 7,4) et une solution de NaCl (10 mM), le potentiel zêta de GoldMag était de - 16,7 ± 1,1 mV, - 14,3 ± 2,1 mV et - 8,9 ± 1,5 mV, respectivement. Le potentiel zêta de GoldMag était de − 14,2 ± 1,7 mV, − 17 ± 1,1 mV, 13,9 ± 1,7 mV et − 18,1 ± 1,6 mV lorsque les particules étaient en suspension dans un tampon borax/borate avec un pH de 6,0 à 9,0. Cependant, l'adhérence du PSS-MA à GoldMag diminue considérablement son potentiel zêta dans différentes solutions d'électrolyte, ainsi qu'à différentes valeurs de pH. Dans tous les cas, le potentiel zêta était inférieur à − 30 mV. Ces résultats indiquent que la modification de surface de GoldMag avec PSS-MA améliore significativement sa résistance aux changements de composition et de pH des solutions tampons et assure un haut niveau de dispersité [29].

un Les spectres SPR de GoldMag dans un tampon borax/borate (0,02 mol/L) avec différentes valeurs de pH allant de 6,0 à 9,0. b Les spectres SPR du PSS-MA-GoldMag dans un tampon borax/borate (0,02 mol/L) avec différentes valeurs de pH allant de 6,0 à 9,0. c Les spectres SPR de GoldMag en suspension dans du tampon borax/borate (0,02 mol/L, pH 7,4), du tampon PB (0,2 mol/L, pH 7,4) et dans une solution d'électrolyte. d Les spectres SPR du PSS-MA-GoldMag en suspension dans du tampon borax/borate (0,02 mol/L, pH 7,4), du tampon PB (0,2 mol/L, pH 7,4) et dans une solution d'électrolyte. e Le changement de potentiel zêta de GoldMag en suspension dans un tampon borax/borate (0,02 mol/L) avec différentes valeurs de pH allant de 6,0 à 9,0. f Le changement de potentiel zêta de GoldMag en suspension dans du tampon borax/borate (0,02 mol/L, pH 7,4), tampon PB (0,2 mol/L, pH 7,4) et dans une solution d'électrolyte

Pour étudier l'interaction entre la protéine et le PSS-MA-GoldMag, des anticorps anti-D-dimères ont été conjugués avec le PSS-MA-GoldMag par le biais de la réaction entre les groupes amino de la protéine et les groupes carboxyle du polymère médiée par l'EDC. Comme le montre la figure 4a, un décalage vers le rouge du pic SPR a été observé après la réaction de PSS-MA-GoldMag avec des anticorps anti-D-dimères, ce qui indique la conjugaison d'anticorps sur des nanoparticules [30, 31]. L'augmentation du diamètre moyen des particules de 116 à 130 nm confirme l'introduction de l'anticorps anti-D-dimère au PSS-MA-GoldMag (Fig. 4b) [24]. L'influence de la masse d'anticorps sur la propriété optique du PSS-MA-GoldMag a été évaluée par spectroscopie SPR après avoir ajouté différentes quantités d'anticorps anti-D-dimère (de 20 à 200 μg) à la suspension PSS-MA-GoldMag. Comme le montre la figure 4c, le pic SPR n'a pas été modifié et a été maintenu à 548 ± 3,0 nm, indépendamment de la quantité d'anticorps ajoutée.

un Les spectres SPR du PSS-MA-GoldMag et de l'anticorps anti-D-dimère-PSS-MA-GoldMag. b La distribution de taille des anticorps-PSS-MA-GoldMag et PSS-MA-GoldMag. c Le pic SPR des particules n'a pas changé avec l'augmentation des concentrations d'anticorps

Afin d'évaluer l'activité des anticorps après conjugaison sur le PSS-MA-GoldMag, la sonde A et la sonde B ont été préparées en immobilisant un couple d'anticorps (anticorps 1 et anticorps 2), et l'anticorps 1 sur PSS-MA-GoldMag, respectivement. L'interaction entre les deux types de sonde et les D-dimères a été analysée par spectroscopie SPR. Le meilleur temps de réaction a été obtenu en observant le changement du maximum du pic SPR pendant 40 min après avoir ajouté trois concentrations de D-dimères (0,6, 2 et 6 μg/mL) à la sonde A. Comme le montre la figure 5a, un changement significatif dans la bande de plasmon de surface a été observé en raison de l'agrégation de PSS-MA-GoldMag par le biais de réticulations entre le pont sandwich antigène-anticorps au fil du temps. À faible concentration (0,6 μg/mL), il n'y a eu aucun changement significatif sur le spectre SPR de 20 à 40 min, ce qui indique que 20 min sont suffisants pour la réaction de 0,6 μg/mL ou des concentrations inférieures de D-dimères. Cependant, en utilisant des concentrations moyennes et élevées de D-dimères (2 et 6 μg/mL), la longueur d'onde a continué d'augmenter de 30 min. Cela indique que le meilleur temps de réaction est de 30 min. Comme le montre la figure 5b, le spectre SPR des particules composites a révélé un décalage vers le rouge distinct de la résonance plasmonique de surface à partir de λ_max = 550 à 570 nm et diminution de l'intensité du pic caractéristique lorsque la concentration de D-dimères a augmenté de 0,3 à 6 μg/mL. Ceci est provoqué par l'agrégation de PSS-MA-GoldMag causée par la connexion croisée de D-dimères avec l'anticorps 1 et l'anticorps 2 sur la sonde A. L'agrégation de PSS-MA-GoldMag a entraîné le changement des propriétés optiques de l'or partie de PSS-MA-GoldMag. Jiang et al. et Li et al. ont également rapporté que l'agrégation de nanogold peut faire décaler et border le spectre SPR des nanoparticules [32, 33]. Cependant, aucun décalage vers le rouge n'a été observé sur la figure 5d car l'interaction entre les D-dimères et l'anticorps 1 n'a pas pu conduire à l'assemblage de nanoparticules. De plus, un décalage vers le rouge distinct (5 nm) a été observé, même la quantité de D-dimères ajoutés à la sonde A était aussi faible que 0,3 μg/mL, ce qui indique que la limite de détection est inférieure aux valeurs seuil de diagnostic (0,5 g/mL) pour ce biomarqueur. Une relation linéaire entre la position du pic spectral SPR et la concentration de D-dimères a été trouvée dans la plage de 0,3 à 6 μg/mL (r ² = 0.9944) (Fig. 5c).

un La relation entre le temps de réaction et le spectre SPR. b Le décalage vers le rouge des spectres SPR dû à l'agrégation de particules GoldMag causée par la connexion croisée des D-dimères avec la sonde A. c La courbe tracée du pic SPR des composites en fonction de la concentration en D-dimères. d La spectroscopie SPR des composites après ajout de D-dimères à la sonde B

Comme le montre la figure 6, aucun décalage significatif n'a été trouvé du pic caractéristique SPR de PSS-MA-GoldMag en présence de triglycérides, de bilirubine et d'hémoglobine, respectivement. Ce résultat indique que notre système de détection de protéines n'a aucune réaction interférente avec les triglycérides, la bilirubine et l'hémoglobine.

Les spectres SPR de l'anticorps anti-D-dimères-PSS-MA-GoldMag après réaction avec des échantillons de D-dimères en présence et en l'absence de triglycérides, de bilirubine et d'hémoglobine

Ces résultats montrent que PSS-MA-GoldMag est une nanoparticule magnétique prometteuse pour l'immobilisation des protéines et peut former un pont sandwich sur la surface de la particule via l'anticorps 1-protéine cible-anticorps 2. Cela rend PSS-MA-GoldMag précieux en tant que matériau à utiliser dans la détection optique de biomarqueurs au point de service.

Dans cette étude, PSS-MA a d'abord été utilisé pour la modification de GoldMag (Schéma 1). L'introduction de PSS-MA à la surface de GoldMag a considérablement amélioré sa stabilité en solution tampon. En plus de l'encombrement stérique causé par la longue chaîne polymère du PSS-MA, les groupes carboxyle et le groupe sulfo du PSS-MA provoquent une répulsion électrostatique entre les nanoparticules [29]. Cela améliore considérablement la stabilité du PSS-MA-GoldMag. Le nombre élevé de groupes carboxyle à la surface des particules répond aux exigences de conjugaison avec la biomolécule.

Conclusions

Dans la présente étude, une méthode simple et rapide pour le revêtement de GoldMag avec PSS-MA a été signalée. Les résultats montrent que la stabilité colloïdale et la dispersité de GoldMag ont été considérablement améliorées grâce à l'introduction de PSS-MA. Les particules présentent une bonne stabilité en solution tampon avec une large gamme de pH. De plus, la présence de groupe carboxyle offre la possibilité de conjuguer des protéines aux nanoparticules. En prenant le D-dimère et son anticorps comme modèle, on constate que la caractéristique optique peut être adaptée grâce à la réticulation entre l'antigène et le composite anticorps-nanoparticules. Les résultats montrent que le GoldMag modifié par PSS-MA peut être un candidat très prometteur pour la détection optique basée sur des tests immunologiques.

Abréviations

DLS :

Diffusion dynamique de la lumière

FTIR :

Spectroscopie infrarouge à transformée de Fourier

GoldMag :

Nanoparticules magnétiques d'or

MUA :

Acide 11-mercaptoundécanoïque

Île-du-Prince-Édouard :

Polyéthylèneimine

PSS :

Polystyrènesulfonate

PSS-MA :

Poly(acide 4-styrènesulfonique-acide co-maléique)

SPR :

Résonance plasmonique de surface

TEM :

Microscope électronique à transmission

TGA :

Analyseur thermogravimétrique