Nanovecteur de férritine déclenché par le pH pour une libération contrôlée de resvératrol en chimiothérapie tumorale ciblée

Résumé

Dans ce rapport, nous présentons un système d'assemblage réversible induit par le pH (SARIpH) basé sur la férritine (Ft) pour la thérapie tumorale ciblée. Il a été développé pour charger et libérer facilement le médicament anticancéreux resvératrol (RV), en exploitant la sensibilité naturelle au pH et la cavité creuse unique de la Ft. Un peptide de ciblage tumoral spécifique, Arg-Gly-Asp (RGD), a été conjugué à la surface de la Ft chargée en RV (RV@Ft), formant des nanoparticules biocompatibles (RV@Ft-RGD). La sensibilité au pH de la Ft lui permet de se dénaturer en nanosphère poreuse creuse en condition acide et de se renaturer en nanosphère creuse scellée en condition neutre. Par manipulation du pH, les RV@Ft-RGD, d'un diamètre ~21 nm, ont montré un taux de chargement en RV élevé de 79,6 %. La libération de RV déclenchée par le pH a été mesurée à 50,3 % à pH 5,0 sur 24 h. En condition neutre, les RV@Ft-RGD ont montré une excellente stabilité sur 20 jours. L'imagerie par fluorescence confocale a montré que les RV@Ft-RGD avaient un taux d'absorption cellulaire élevé et une colocalisation avec le lysosome, principalement due à l'effet de ciblage médié par le RGD. Grâce au chargement élevé, à la libération déclenchée par le pH et à l'effet de ciblage des cellules tumorales, les RV@Ft-RGD ont montré une grande capacité de destruction cellulaire in vitro et in vivo. La biocompatibilité in vitro et in vivo a également été démontrée excellente, sans toxicité systémique. Le concept de conception du SARIpH basé sur la Ft inhibe significativement la croissance tumorale et élargit l'application de la Ft en nanomédecine.

Introduction

Le cancer du poumon est l'une des tumeurs solides les plus mortelles chez l'homme. Avec la dégradation accrue de l'environnement et d'autres facteurs, l'incidence du cancer du poumon augmente chaque année, et son taux de survie à 5 ans n'est que de 17,4 %. Actuellement, bien que des traitements cliniques traditionnels comme la résection chirurgicale, la radiothérapie et la chimiothérapie de première ligne soient disponibles, le taux de survie global médian des patients atteints de cancer du poumon doit encore être amélioré. Par conséquent, des traitements plus efficaces et plus sûrs doivent être développés d'urgence pour guérir cette maladie mortelle. Actuellement, bien que les faibles effets de ciblage et les effets secondaires élevés de nombreux médicaments chimiothérapeutiques limitent leur utilité, de nouveaux agents chimiothérapeutiques sont constamment développés, surtout dans le domaine émergent des nanomédecines. Le resvératrol (RV) est un extrait de plantes naturelles comme le raisin et le soja, largement utilisé en clinique pour favoriser l'agrégation plaquettaire, inhiber la vasodilatation, réduire la viscosité sanguine, etc. Ces dernières années, on a aussi découvert qu'il a un fort effet anticancéreux. Cependant, comme d'autres médicaments chimiothérapeutiques de première ligne, le RV a des inconvénients : faible solubilité, courte demi-vie de circulation sanguine, et manque de sélectivité tumorale. Des nanomédecines à base de RV ont été développées récemment pour surmonter ces lacunes et améliorer ses effets thérapeutiques. Divers nanovecteurs ont été utilisés pour charger le RV, incluant liposomes, albumine sérique, matériaux de carbone, dichalcogénures de métaux de transition bidimensionnels (2D-TMD), et autres. Bien que ces nanovecteurs aient amélioré les effets thérapeutiques du RV, ils présentent encore des déficiences : capacité de libération déclenchée active à haute efficacité pour les liposomes et l'albumine sérique, et toxicité systémique potentielle à long terme pour les matériaux de carbone et 2D-TMD. Il existe donc encore une demande pour des nanovecteurs plus qualifiés.

La férritine est une protéine nanocage naturelle avec un lumen d'environ 8 nm, formée par l'interaction et l'assemblage de 24 sous-unités de chaînes lourdes et légères. En tant que protéine endogène, la férritine a une excellente biocompatibilité et sécurité. De plus, il est rapporté que la férritine est une protéine naturellement sensible au pH qui peut être réversiblement dénaturée et réassemblée lorsque son environnement passe de condition acide à alcaline. Quand le pH est acide, les oligomères en forme de tige déassemblés ne récupèrent que la structure en forme de casque, et les intermédiaires en forme de casque déassemblés ne récupèrent que la structure sphérique creuse. Ce comportement unique d'assemblage et désassemblage déclenché par le pH fait de la férritin un système d'administration de médicaments idéal. Récemment, Zhang et al. ont rapporté que des molécules de doxorubicine (DOX) peuvent être encapsulées dans la férritine et libérées avec succès par régulation du pH pour la thérapie tumorale.

Dans cette étude, nous visons à développer un système d'assemblage réversible induit par le pH (SARIpH) basé sur la férritine pour contrôler le chargement et la libération du RV pour une chimiothérapie ciblée tumorale améliorée. La surface de la sphère de férritine a été liée au peptide de ciblage tumoral RGD. Le nanomédicament resultant RV@Ft-RGD a été démontré stable en environnements neutres et alcalins (pH > 7,4), et ne libère le RV qu'en environnements acides (pH < 7,4). Caractérisé plus en détail, RV@Ft-RGD a montré les avantages suivants in vitro et in vivo : (1) RV@Ft-RGD cible les cellules tumorales et s'accumule dans le lysosome (environnement acide), facilitant la libération de plus de RV dans le cytoplasme ; (2) le vecteur férritine augmente significativement la demi-vie sanguine du RV libre, améliorant la rétention du médicament dans la circulation systémique pour faciliter l'accumulation des médicaments aux sites tumoraux ; (3) la stabilité architecturale de la férritine empêche la fuite explosive de RV pendant le processus de livraison ; (4) RV@Ft-RGD a montré une excellente biocompatibilité in vitro et in vivo. Par conséquent, grâce à ces mérites, RV@Ft-RGD a affiché de splendides propriétés thérapeutiques antitumorales, montrant un grand potentiel pour de futures translations cliniques.

Matériaux et méthodes

Matériaux

Férritine, resvératrol (RV, ≥ 99 %) provenaient de Sigma-Aldrich. 1-éthyl-3-(3-diméthylaminopropyl) carbodiimide (EDC), N-hydroxysuccinimide (NHS) et fluorescéine isothiocyanate (FITC) ont été achetés chez Aladdin Bio-Chem Technology Co., Ltd (Shanghai, Chine). NH₂-PEG₂₀₀₀-RGD a été acheté chez Hunan Huateng Pharmaceutical Co., Ltd (Hunan, Chine). Milieux de culture DMEM, sérum fœtal bovin (FBS) et tampon phosphate salin (PBS) provenaient d'Invitrogen (Carlsbad, CA, USA). Kit de comptage cellulaire-8 (CCK-8) fourni par Dojindo Laboratories (Japon).

Synthèse de RV@Ft-RGD

Le chargement de RV a été préparé selon un rapport antérieur avec modifications. Premièrement, NH₂-PEG₂₀₀₀-RGD (10 mg) a été dispersé dans la solution de Ft (1,5 mg/mL) en présence de 20 μL EDC (5 mg/mL) et 20 μL NHS (20 mg/mL). Le mélange a réagi 2 h à 4 °C sous agitation légère, et purifié par dialyse contre l'eau distillée (coupe à 5 kDa) pendant la nuit, donnant des nanoparticules Ft-RGD. Ensuite, le RV insoluble dans l'eau a été dissous dans le DMSO à 2 mg/mL et ajouté à la solution Ft-RGD à une concentration finale de 1,5 mg/mL. Le pH du mélange a été ajusté à pH = 5 pour déassembler les sous-unités polypeptidiques. Ensuite, le pH a été lentement ajusté à 7,4 avec de l'hydroxyde de sodium (1 M) pour réassembler les sous-unités. La solution résultante a été dialysée dans l'eau distillée pendant la nuit pour éliminer les molécules de RV libres, donnant le produit final (RV@Ft-RGD). La quantité de RV chargée a été détectée par spectrophotométrie UV-vis (UV3100, Shimadzu, Japon) en surveillant le pic d'absorption à 306 nm. Le taux de chargement de RV était (A_a - A_b)/A_c, où A_a, A_b et A_c représentent le poids du RV initial, du RV non chargé et de la Ft-RGD, respectivement.

Caractérisations

La diffusion dynamique de la lumière (DDL) (BI-9000AT, Brookhaven, USA) a été utilisée pour détecter la taille et le potentiel zêta des nanoparticules. La morphologie a été observée par microscope électronique à transmission (MET, JEM-100S, JEOL, Japon). Les spectres de fluorescence ont été détectés par spectrophotomètre de luminescence Perkin-Elmer LS50B. Le signal de fluorescence cellulaire a été enregistré par microscope confocal à balayage laser (LSM 510, Zeiss, Allemagne) et cytométrie de flux (FCM, EPICS XL, Beckman, USA).

Étude de libération du RV

500 μL de solution RV@Ft-RGD ont été placés dans un tube D (MWCO 6–8 kDa, Novagen), et la solution a été ajustée à différentes valeurs de pH via différents tampons. La solution a été dialysée à 37 °C. Après différents temps d'incubation, des aliquotes de 1 mL de dialysat ont été prélevées et remplacées par 1 mL de milieu frais. Le RV libéré à différents temps a été déterminé par spectrophotométrie UV-vis. De plus, RV@Ft-RGD a été dissous dans une solution de rinçage à différents pH (5, 6,5, 7,4, 8,5). Après incubation à 37 °C pendant 24 h, la taille des nanoparticules a été caractérisée par DDL.

Culture cellulaire

Les cellules de cancer du poumon humain A549 et NCI-H358 provenaient de la Collection de cellules de l'Académie chinoise des sciences (Shanghai, Chine), et cultivées en milieu DMEM contenant 10 % FBS et 1 % pénicilline-streptomycine (PS) dans une atmosphère humidifiée à 5 % CO₂ à 37 °C.

Absorption et localisation cellulaires de RV@Ft-RGD

Comme méthode courante, la FITC a été utilisée pour marquer les nanoparticules. La FITC a été dissoute dans l'éthanol (2,0 mg/mL) et mélangée avec les solutions aqueuses de RV@Ft et RV@Ft-RGD (1,0 mg/mL) sous agitation 4 h dans l'obscurité à température ambiante. Le mélange a été dialysé dans l'eau distillée pendant la nuit pour éliminer l'excès de FITC et d'éthanol, donnant les solutions RV@Ft et RV@Ft-RGD marquées FITC. Pour confirmer la localisation organellaire des nanoparticules in vitro, les cellules traitées avec RV@Ft et RV@Ft-RGD marqués FITC pendant 5 h ont été colorées par le colorant spécifique du lysosome Lyso Tracker Red (Invitrogen). Ensuite, l'internalisation cellulaire de RV@Ft et RV@Ft-RGD a été observée par microscopie confocale. En bref, les cellules A549 ont été incubées avec RV@Ft et RV@Ft-RGD marqués FITC (même concentration de FITC) pendant 5 h. Puis, les cellules ont été traitées avec des solutions de Lyso Tracker Red (100 nM) à 37 °C pendant 30 min. Après lavage au PBS trois fois, les cellules ont été observées par microscope confocal. Le logiciel ImageJ a été utilisé pour analyser l'intensité de fluorescence des cellules.

Chimiothérapie tumorale in vitro et étude d'apoptose

D'abord, la cytotoxicité du vecteur Ft-RGD a été évaluée par un essai CCK-8 standard (Bestbio, Chine). Les cellules A549 et NCI-H358 (1 × 10⁵ cellules/mL, 0,5 mL) ont été ensemencées en plaque à 96 puits et cultivées 24 h. Après élimination de l'ancien milieu, un milieu frais contenant 0, 0,01, 0,1, 0,5 et 1 mg/mL de Ft-RGD a été incubé avec les cellules A549 et NCI-H358 pendant 24 h. Les cellules ont été lavées trois fois au PBS. 100 μL de solution de travail CCK-8 (10 % CCK-8 + 90 % DMEM) ont été ajoutés à chaque puits et incubés 30 min à 37 °C. Les valeurs d'absorbance à 450 nm ont été mesurées par spectrophotométrie sur plaque (Multiskan FC, Thermo Scientific). Des photographies de chaque groupe de cellules ont été observées au microscope optique (Olympus).

Diverses concentrations de RV libre, RV@Ft, RV@Ft-RGD, et RV@Ft-RGD + RGD (0, 10, 20, 30, 40 μg/mL équivalents RV) ont été traités avec les cellules A549. Après 24 h d'incubation, la viabilité des cellules traitées a été analysée par essai CCK-8. Parallèlement, ces cellules traitées ont été doublement marquées par un kit de détection d'apoptose (Annexin V-FITC/PI) et analysées par FCM.

Temps de circulation de RV@Ft-RGD dans le sang

RV libre ou RV@Ft-RGD (6 mg/kg équivalent RV) a été injecté par voie intraveineuse dans des souris Balb/c nues saines (n = 5 par groupe). Après l'injection, le sang veineux des souris a été prélevé à différents instants et placé dans un tube de prélèvement sanguin contenant de l'héparine, puis le plasma a été séparé. La concentration de RV dans le plasma a été extraite par réactif isopropanol acidifié, puis son absorbance à 306 nm a été mesurée pour déterminer la concentration de RV.

Modèle animal et chimiothérapie tumorale in vivo

Des souris Balb/c (4–6 semaines) ont été achetées chez Charles River Laboratories (Pékin, Chine). Toutes les opérations impliquant des expériences animales sont strictement conformes aux directives pour le soin et l'utilisation des animaux de laboratoire. La directive a été approuvée par le Comité de soins et d'utilisation des animaux de l'Université de Zhengzhou. Pour établir un modèle de tumeur sous-cutanée A549, 2 × 10⁶ cellules A549 ont été injectées sous-cutanément dans le dos des souris. Elles ont été placées en animalerie pendant 7 à 9 jours. La formule de calcul du volume tumoral est longueur × largeur²/2.

Les souris porteuses de tumeurs A549 ont été divisées aléatoirement en cinq groupes de cinq souris chacun. Les groupements spécifiques sont : contrôle (saline), RV, RV@Ft, RV@Ft-RGD + RGD, et RV@Ft-RGD. Au début du traitement, l'échantillon a été injecté une fois par jour par voie intraveineuse (queue) pendant trois jours consécutifs. Le volume tumoral et le poids corporel des souris ont été enregistrés tous les 5 jours. Après 45 jours de traitement, les tumeurs de chaque groupe ont été collectées. Les tissus tumoraux ont été fixés dans une solution de formol à 10 %, coupés en sections, puis soumis à une coloration hématoxyline-éosine (H&E).

Biocompatibilité in vivo

200 μL de RV@Ft-RGD ont été injectés dans des souris Balb/c saines par voie veineuse caudale (dose de RV 15 mg/kg). Des souris saines injectées avec du sérum physiologique de la même manière ont servi de groupe témoin. Aux jours 0, 10 et 45 après injection, le sang des souris a été prélevé pour évaluation des numérations cellulaires : globules blancs (GB), globules rouges (GR), hémoglobine (HGB), volume plaquettaire moyen (VPM), hémoglobine corpusculaire moyenne (HCM), hématocrite (HCT), concentration d'hémoglobine corpusculaire moyenne (CHCM), volume corpusculaire moyen (VCM) et plaquettes (PLT). De plus, les tissus cœur, foie, rate, poumon et rein de chaque groupe ont été collectés pour coloration H&E au 45e jour.

Analyse statistique

Les données sont présentées en moyenne ± écart-type. L'analyse statistique a été réalisée par test t de Student, p < 0,05 considéré comme significatif.

Résultats et discussion

Synthèse et caractérisations de RV@Ft-RGD

Le chargement et la libération de RV depuis RV@Ft-RGD ont été réalisés via le désassemblage et réassemblage réversible induit par le pH de la Ft (Fig. 1). Premièrement, la férritine a été conjuguée avec le peptide de ciblage tumoral RGD pour former Ft-RGD. Celui-ci a été redissous dans un tampon acétate (pH = 5) pour déassembler les sous-unités polypeptidiques et former une sphère creuse poreuse. Les molécules de RV ont ensuite été ajoutées et autorisées à entrer dans la cavité, après quoi la solution a été lentement ajustée à pH ≈ 7,4 pour réassembler la Ft, piégeant les molécules de RV à l'intérieur de la cavité scellée. Quand le pH du tampon a été diminué à ~5, les pores des nanoparticules se sont rouverts réversiblement et ont libéré leurs molécules de RV. La figure 2a et le fichier supplémentaire 1: Figure S1 montrent les images MET et MEB des RV@Ft-RGD assemblés, affichant une structure sphérique. Selon l'analyse DDL, les particules RV@Ft-RGD avaient des diamètres plus grands (~22,5 nm) comparés aux nanoparticules Ft brutes (~11,8 nm) (Fig. 2b) et des potentiels zêta similaires aux nanoparticules Ft brutes (-29,6 mV) (Fig. 2c). Après 20 jours, l'indice de polydispersité (IP) des RV@Ft-RGD dans l'eau, FBS, milieu cellulaire et PBS n'a montré aucun changement significatif (Fig. 2d), indiquant une stabilité colloïdale remarquable. La figure 2e montre les spectres d'absorption du RV libre, Ft-RGD et RV@Ft-RGD. On voit que, comparé à ceux du RV et Ft-RGD, le spectre d'absorption de RV@Ft-RGD présentait un nouveau pic à 306 nm (provenant du RV), indiquant le chargement réussi du RV. De plus, RV@Ft-RGD montrait une fluorescence d'émission significative similaire au RV libre à 400 nm, sous excitation par laser 325 nm (Fig. 2f).

Chargement et libération du médicament

La capacité de chargement maximale de Ft-RGD a été trouvée à 252,6 %, probablement due à la grande cavité à l'intérieur de la Ft-RGD creuse. Comme la Ft est sensible au pH, nous avons pu caractériser la capacité de chargement du RV sous différentes conditions de pH. Comme montré Fig. 3a, avec l'augmentation du pH de 5,0 à 8,5, l'efficacité de chargement du RV diminue dramatiquement. La libération du RV du complexe a aussi été caractérisée sous différentes valeurs de pH de 5,0 à 8,5. Un profil de libération du RV dépendant du pH et du temps a été construit et est montré Fig. 3b. Le taux maximal de libération (51,6 %) s'est produit à pH = 5,0 pendant 24 h, supérieur à ceux à pH = 6,5, 7,4 et 8,5. Selon les rapports, les valeurs de pH 5,0, 6,5 et 7,4 correspondent typiquement aux lysosomes cellulaires, tissus tumoraux, sang et environnement physiologique normal. En condition physiologique (pH 7,4), la teneur en RV des RV@Ft-RGD restait élevée même après 50 h (Fig. 3c), suggérant que le RV dans RV@Ft-RGD est stable et ne fuit pas facilement. De plus, nous avons étudié le changement de diamètre de RV@Ft-RGD sous plusieurs pH. Après incubation à 37 °C pendant 12 h, l'analyse DDL a montré que le diamètre de RV@Ft-RGD était presque constant, ~23 nm à pH 8,5 et 7,4. Quand le pH baissait à 6,5 et 5,0, le diamètre augmentait à 25 nm et 28,6 nm respectivement (Fig. 3d). Ces résultats confirment le comportement de désassemblage et réassemblage réversible induit par le pH de RV@Ft-RGD, bénéfique pour le chargement contrôlé in vitro et la libération dans le tissu tumoral.

Absorption et localisation cellulaires in vitro

L'absorption et la localisation cellulaires in vitro de RV@Ft-RGD ont été évaluées. Premièrement, RV@Ft et RV@Ft-RGD ont été marqués par FITC via interaction par liaison hydrogène et absorption physique. Comme montré Fig. 4a, les cellules traitées avec FITC libre montraient des signaux de fluorescence cytoplasmique négligeables. En revanche, les cellules traitées avec RV@Ft-RGD affichaient une intense fluorescence verte FITC, supérieure à celle des cellules traitées avec RV@Ft. Notamment, les cellules traitées avec RV@Ft-RGD et pré-traitées avec RGD montraient toutes deux une faible fluorescence verte. De ces résultats, on peut conclure que RV@Ft-RGD était absorbé en grande quantité par les cellules, probablement via un effet de ciblage actif médié par le RGD. Ces cellules ont aussi été analysées par FCM, résultats montrés Fig. 4b. Les résultats statistiques d'intensité de fluorescence cellulaire suggèrent une conclusion similaire.

Pour étudier la localisation organellaire de RV@Ft-RGD, un colorant spécifique du lysosome (Lyso Tracker Red) a été utilisé pour colorer les cellules incubées avec les nanoparticules. Comme vu Fig. 4a, le cytoplasme montrait une forte fluorescence rouge dans tous les groupes. Après fusion avec la fluorescence verte FITC, RV@Ft-RGD montrait la fluorescence jaune (vert + rouge) la plus intense dans le cytoplasme. Basé sur l'analyse statistique, le groupe traité RV@Ft-RGD avait le coefficient de colocalisation le plus élevé entre fluorescences FITC et Lyso Tracker Red (Fig. 4c). Ces résultats indiquent que RV@Ft-RGD peut entrer activement dans les cellules et être transféré dans l'environnement acide du lysosome (pH ≈ 5,0). Ces mérites, avec la libération de médicament sensible au pH, confèrent à RV@Ft-RGD de nombreuses applications potentielles pour la thérapie tumorale in vivo.

Biocompatibilité in vitro et thérapie tumorale

Avant d'étudier les propriétés antitumorales de RV@Ft-RGD, la cytotoxicité du vecteur Ft-RGD a été étudiée. Comme montré Fig. 5a et fichiers supplémentaires 1: Figures S2 et S3, Ft-RGD ne montrait pas de suppression évidente de viabilité sur les cellules A549 et NCI-H358 à des concentrations jusqu'à 1 mg/mL. La morphologie cellulaire ne montrait pas de changement significatif quand les cellules traitées à 1 mg/mL étaient comparées aux groupes témoins (Fig. 5b), suggérant clairement que Ft-RGD comme vecteur avait une excellente biocompatibilité. Comme montré Fig. 6a, b, le RV libre, RV@Ft et RV@Ft-RGD tuent tous les cellules de manière concentration-dépendante. Les cellules traitées RV@Ft-RGD montraient une diminution de viabilité plus importante et n'avaient que 11,2 % de viabilité dans le groupe 40 μg/mL, inférieur aux groupes RV@Ft et RV@Ft-RGD + RGD pré-traité. Une étude préliminaire par FCM a révélé que, que ce soit avec RV seul, RV@Ft ou RV@Ft-RGD, la majorité des morts cellulaires était médiée par l'apoptose (Fig. 6c). Ces résultats démontrent que l'effet destructeur de cellules tumorales du RV était grandement amélioré par le chargement dans Ft-RGD, principalement dû à l'accumulation accrue de RV@Ft-RGD dans le lysosome, où la condition acide de pH déclenchait une libération accrue de RV pro-apoptotique dans le cytoplasme.

Demi-vie sanguine de RV@Ft-RGD

La concentration de RV dans le plasma sanguin à différents temps post-injection a été étudiée pour le RV libre et les groupes traités RV@Ft-RGD. Comme montré Fig. 7a, la demi-vie sanguine de RV@Ft-RGD était de 5,1 ± 0,23 h. Le RV libre avait une élimination plus rapide de la circulation, avec une demi-vie de seulement 0,43 ± 0,11 h. La demi-vie significativement prolongée de RV@Ft-RGD dans le sang est bénéfique pour améliorer la rétention du médicament dans la circulation systémique et faciliter l'accumulation des médicaments aux sites tumoraux.

Effet antitumorale in vivo et toxicité systémique de RV@Ft-RGD

La figure 7b montre le profil de croissance tumorale des souris porteuses de tumeurs avec différents traitements, exprimé en volume tumoral relatif. La croissance tumorale était inhibée dans une certaine mesure avec RV@Ft, probablement dû à la faible absorption de RV@Ft. Cependant, dans le groupe traité RV@Ft-RGD, la croissance tumorale était significativement supprimée comparée aux autres groupes (contrôle, RV, RV@Ft, RV@Ft-RGD + RGD). Pendant le traitement, aucune perte de poids notable n'a été observée dans aucun groupe (Fig. 7c), indiquant la haute biosécurité de RV@Ft-RGD. Après la fin du traitement, une coloration H&E des tissus tumoraux a été réalisée. Comme montré Fig. 7d, une grande zone d'apoptose était observée dans les tumeurs traitées RV@Ft-RGD, en contraste significatif avec seulement une petite zone d'apoptose dans les tumeurs traitées RV libre, RV@Ft et RV@Ft-RGD + RGD. De plus, la toxicité systémique de RV@Ft-RGD a été évaluée chez des souris normales. Des échantillons de sang total de souris saines traitées saline et RV@Ft-RGD ont été collectés aux jours 0, 10 et 45 post-injection pour analyse sanguine. Comme montré Fig. 8a, b, les numérations sanguines complètes (GB, GR, HGB, VPM, HCM, HCT, VCM, PLT, CHCM) des souris injectées RV@Ft-RGD ne montraient pas de différences significatives du jour 0 au jour 45. Les organes majeurs de souris saines traitées saline et RV@Ft-RGD ont aussi été collectés au jour 45 pour coloration H&E. Aucun effet secondaire évident n'a été trouvé dans ces tissus (Fig. 8c), suggérant une toxicité adverse à long terme négligeable. Tous ces résultats démontrent le potentiel prometteur de RV@Ft-RGD pour une chimiothérapie cancéreuse améliorée in vivo.

Conclusion

En résumé, nous avons développé avec succès un système d'assemblage réversible induit par le pH (SARIpH) avec chargement et libération contrôlés par pH du médicament antitumoral RV pour une chimiothérapie ciblée tumorale améliorée. En condition acide (pH = 5,0), le système peut se déassembler et charger ou libérer le RV, tandis qu'en condition neutre (pH = 7,4), RV@Ft-RGD est hautement stable et montre une fuite de médicament négligeable. Grâce à l'effet de ciblage médié par le RGD, RV@Ft-RGD peut être absorbé en hautes concentrations par les cellules A549 et s'accumuler dans le lysosome, bénéfique pour la libération de RV in vitro et in vivo. Du fait de l'accumulation de RV@Ft-RGD dans le lysosome, et du déclenchement de libération de RV dans le cytoplasme par le pH acide du lysosome, RV@Ft-RGD a montré d'excellents effets de destruction cellulaire tumorale et de promotion de l'apoptose comparé au RV libre. De plus, après chargement du RV dans Ft-RGD, RV@Ft-RGD a montré une demi-vie sanguine bien plus longue que le RV libre. Les résultats in vivo démontrent que RV@Ft-RGD montre une suppression tumorale remarquable et aucune toxicité systémique notable. Cette étude suggère que le SARIpH basé sur la Ft est hautement efficace pour le chargement et la libération de médicaments pour une thérapie anticancéreuse améliorée.

Disponibilité des données et matériaux

Les conclusions de ce manuscrit sont basées sur les données toutes présentées et montrées dans cet article.

Abréviations

BSA :

Albumine sérique bovine

CCK-8 :

Kit de comptage cellulaire-8

DDL :

Diffusion dynamique de la lumière

EDC :

1-Éthyl-3-(3-diméthylaminopropyl) carbodiimide

FBS :

Sérum fœtal bovin

FITC :

Fluorescéine isothiocyanate

Ft :

Férritine

HCT :

Hématocrite

HGB :

Hémoglobine

HCM :

Hémoglobine corpusculaire moyenne

CHCM :

Concentration d'hémoglobine corpusculaire moyenne

VCM :

Volume corpusculaire moyen

VPM :

Volume plaquettaire moyen

NHS :

N-hydroxysuccinimide

SARIpH :

Système d'assemblage réversible induit par le pH

PLT :

Plaquettes

GR :

Globules rouges

RGD :

Arg-Gly-Asp

RV :

Resvératrol

GB :

Globules blancs